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Population de type cellulaire non nucléée avec ARN

Population de type cellulaire non nucléée avec ARN


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Nous travaillons sur l'hémolymphe d'invertébrés (sang) et nous avons trouvé par cytométrie en flux (coloration avec DRAQ5) une population de type cellulaire sans noyau mais avec production d'ARN.

Quelqu'un at-il une expérience avec quelque chose de similaire? Quelqu'un peut-il recommander une publication avec quelque chose comme ça?

Plus d'information:

1) Nous ne connaissons pas la taille réelle de la population car nous l'avons identifiée par cytométrie en flux, les futures expériences nous souhaitons utiliser la MET pour mieux la caractériser.

2) Nous savons que cette "population" produit de l'ARN car nous avons extrait l'ARN total à l'aide d'un kit d'ARN à faible entrée et avons exécuté le résultat dans Bioanalyzer.

3) Nous « savons »/soupçons que cette population n'a pas de noyau cellulaire car DRAQ5 est une coloration d'ADN et cette population est DRAQ5-. Nous souhaitons étudier cela par microscopie confocale au plus vite.


Peut-être que vous voyez des vésicules extracellulaires1?

Cela pourrait au moins valoir la peine d'être vérifié puisque des vésicules extracellulaires contenant de l'ARN ont été signalées dans l'hémolymphe des moustiques2.

Les références:

1 : Van der Pol, E., Böing, A. N., Harrison, P., Sturk, A., & Nieuwland, R. (2012). Classification, fonctions et pertinence clinique des vésicules extracellulaires. Revues pharmacologiques, 64(3), 676-705.

2 : Severo, M.S., Landry, J.J., Lindquist, R.L., Goosmann, C., Brinkmann, V., Collier, P.,… & Levashina, E.A. (2018). Classification impartiale des cellules sanguines des moustiques par génomique unicellulaire et imagerie à haut contenu. Actes de l'Académie nationale des sciences, 115(32), E7568-E7577.

La population secondaire purifiée à partir de cellules de carcinome hépatocellulaire possède des propriétés semblables à celles des cellules souches cancéreuses

Les progrès récents de la biologie des cellules souches nous permettent d'identifier les cellules souches cancéreuses dans les tumeurs solides ainsi que les cellules souches putatives dans les organes solides normaux. Dans cette étude, nous avons appliqué l'analyse et le tri des cellules de la population latérale (SP) à des lignées cellulaires de carcinome hépatocellulaire (CHC) établies afin de détecter des sous-populations qui fonctionnent comme des cellules souches cancéreuses et d'élucider leurs rôles dans la tumorigenèse. Parmi les quatre lignées cellulaires analysées, les cellules SP ont été détectées dans les cellules Huh7 (0,25 %) et PLC/PRF/5 (0,80 %), mais pas dans les cellules HepG2 et Huh6. Les cellules SP ont démontré un potentiel prolifératif élevé et des propriétés anti-apoptotiques par rapport à celles des cellules non-SP. L'examen immunocytochimique a montré que les fractions SP contiennent un grand nombre de cellules présentant des caractéristiques à la fois des lignées hépatocytaires et cholangiocytaires. Les expériences de greffe de xénogreffe de diabétiques non obèses/déficiences immunitaires combinées sévères (NOD/SCID) ont montré que seulement 1 x 10 (3) cellules SP étaient suffisantes pour la formation de tumeurs, alors qu'une injection de 1 x 10 (6) cellules non SP n'a pas initié tumeurs. Une nouvelle analyse des tumeurs dérivées des cellules SP a montré que les cellules SP généraient à la fois des cellules SP et non SP et que le potentiel d'initiation de tumeurs n'était maintenu que dans les cellules SP lors de transplantations en série. L'analyse des puces à ADN a distingué un profil d'expression génique différentiel entre les cellules SP et non-SP, et plusieurs soi-disant "gènes souches" ont été régulés à la hausse dans les cellules SP dans les cellules HCC. En conclusion, nous proposons qu'une population minoritaire, détectée en tant que cellules SP dans les cellules HCC, possède un potentiel tumorigène extrême et offre une hétérogénéité au système de cellules souches cancéreuses caractérisée par une hiérarchie distincte.


Article de recherche original

Zaïrong Wei 1 , Shenyou Shu 1 , Mingjun Zhang 1 , Sitian Xie 1 , Shijie Tang 1 , Kaiyu Nie 1 et Haihong Li 1,2*
  • 1 Département de chirurgie plastique et centre des grands brûlés, Second hôpital affilié, Shantou University Medical College, Shantou, Chine
  • 2 Département de réparation des plaies et de chirurgie dermatologique, Hôpital Taihe, Université de médecine du Hubei, Shiyan, Chine

Il a été démontré que les cellules de type cellulaire de Schwann (SCLC) dérivées de cellules souches mésenchymateuses amniotiques humaines (hAMSC) favorisent la régénération des nerfs périphériques, mais le mécanisme moléculaire sous-jacent était encore mal compris. Afin d'étudier l'hétérogénéité et le mécanisme moléculaire potentiel des SCLC dans le traitement de la régénération des nerfs périphériques à un niveau cellulaire unique, le séquençage de l'ARN monocellulaire a été appliqué pour profiler les populations monocellulaires de hAMSC et de SCLC. Nous avons profilé 6 008 et 5 140 cellules individuelles de hAMSC et SCLC, respectivement. Sur la base d'une analyse bioinformatique, les voies associées à la prolifération, à l'organisation de la MEC et à la réparation tissulaire ont été enrichies au sein des deux populations. L'analyse du cycle cellulaire a indiqué que les cellules individuelles au sein de ces deux populations sont restées principalement dans la phase G0/G1. La transformation de cellules individuelles de hAMSC en SCLC a été caractérisée par une analyse pseudo-temporelle. En outre, nous avons identifié une sous-population de SCLC qui exprimaient fortement les gènes associés à la prolifération, à la migration et à la survie des cellules de Schwann, tels que JUN, JUND et NRG1. Des gènes tels que PTGS2, PITX1, VEGFA et FGF2 qui favorisent la régénération nerveuse ont également été fortement exprimé dans des cellules individuelles au sein de cette sous-population, et les termes associés à la réparation inflammatoire et tissulaire ont été enrichis dans cette sous-population par une analyse d'enrichissement des voies. Nos résultats indiquent qu'une sous-population de CPPC avec des signatures de régénération nerveuse peut être les populations clés qui favorisent la régénération nerveuse.


Profilage d'ARN à l'échelle du génome de cellules T CD8 à mémoire de type cellules souches de longue durée induites par la vaccination contre la fièvre jaune chez l'homme

Le vaccin vivant atténué contre la fièvre jaune (YF) YF-17D induit une réponse cellulaire CD8 T large et polyfonctionnelle chez l'homme. Récemment, nous avons identifié une population de cellules T CD8 à mémoire de type cellules souches induites par YF-17D qui persiste à une fréquence stable pendant au moins 25 ans après la vaccination. Le YF-17D est donc un système modèle de biologie des cellules T CD8 humaines qui permet en outre de suivre et d'étudier les cellules T CD8 mémoire humaines de longue durée et spécifiques d'un antigène. Ici, nous décrivons en détail les caractéristiques de l'échantillon et la préparation d'un ensemble de données de puces à ADN acquises pour le profilage de l'expression génique à l'échelle du génome de cellules T CD8 à mémoire de type cellules souches spécifiques à YF, par rapport aux sous-ensembles de différenciation des cellules T CD8 de référence du total Cellules T CD8. Nous décrivons également les contrôles de qualité, les annotations et les analyses exploratoires de l'ensemble de données. Les données des puces à ADN sont disponibles dans le référentiel public Gene Expression Omnibus (GEO) sous le numéro d'accès GSE65804.

Les figures

Distribution de l'intensité du signal (brute et…

Distribution de l'intensité du signal (données brutes et traitées). A. Distribution de l'intensité du signal du brut…

Analyse en composantes principales basée sur…

Analyse en composantes principales basée sur tous les gènes : aucune influence détectable des techniques observées…

ACP basée sur les 10 % de sondes les plus variables : gradient de différenciation en PC1 selon…

PCA basée sur les 1% de sondes les plus variables : gradient de différenciation en PC1 selon…


Discussion

Nous avons présenté une évaluation de référence systématique comparant de manière exhaustive 18 méthodes d'imputation scRNA-seq. Notre comparaison est sujette à plusieurs limites. Premièrement, les méthodes d'imputation ont été principalement comparées à des paramètres par défaut qui peuvent ne pas atteindre des performances optimales dans tous les ensembles de données. Notre travail pourrait être encore amélioré avec l'utilisation de méthodes telles que la validation croisée moléculaire (MCV) [56]. De plus, nous avons utilisé 72 h comme délai de convergence pour les méthodes d'imputation, ce qui ne garantit pas la convergence algorithmique pour certaines méthodes. Dans notre évaluation des méthodes d'imputation sur l'inférence du pseudo-temps avec les méthodes d'analyse de trajectoire, les types cellulaires du tissu HCA_10x_tissu les cellules ont été annotées informatiquement. Une autre limite est qu'il n'y a pas de tissus pathologiques inclus dans cette étude. À l'avenir, il vaut la peine de continuer à étudier comment les conclusions présentées dans cette étude peuvent se traduire par des applications dans un environnement pathologique tel que les tissus cancéreux. Un défi est que l'expression de certains gènes dans les cellules malades pourrait être anormale [57-60], ce qui pourrait conduire à une fausse identification de cellules similaires et affecter les performances d'imputation.

Un problème ouvert non étudié dans notre étude actuelle est l'impact des méthodes d'imputation sur l'analyse de la vitesse de l'ARN [61-63]. Étant donné que la vitesse de l'ARN est estimée en analysant l'ARNm non épissé et épissé, elle prend en compte les nombres épissés et non épissés. Les méthodes d'imputation existantes traitent les événements d'abandon en imputant les valeurs d'expression génique plutôt que les lectures d'origine, et l'expression génique est généralement quantifiée sur les exons uniquement, ce qui peut ne pas distinguer les contributions des transcrits épissés par rapport aux transcrits non épissés. Par conséquent, si les méthodes d'imputation existantes peuvent également être appliquées à l'analyse de la vitesse et pour imputer séparément les transcrits épissés et non épissés (y compris les introns) reste un problème ouvert qui nécessite une enquête future approfondie qui dépasse le cadre de la présente étude. En plus de l'analyse de la vitesse, l'évaluation de l'impact des méthodes d'imputation sur d'autres analyses émergentes telles que la transcriptomique spatiale [64-68] justifie également une enquête future.


Modèle périodique de diversité génétique et de remise en forme au cours de l'évolution d'un système de type cellulaire artificiel

La diversité génétique et phénotypique est à la base de l'évolution. Malgré leur importance, cependant, on sait peu de choses sur la façon dont ils changent au cours de l'évolution. Dans cette étude, nous avons analysé la dynamique de l'évolution adaptative d'un simple système évolutif semblable à une cellule artificielle à l'aide d'une technologie de séquençage en temps réel à molécule unique qui lit un seul génome artificiel entier. Nous avons constaté que la population d'ARN génomique augmente la fitness par intermittence, en corrélation avec un modèle périodique de diversité génétique et de fitness produit par la diversification et la domination répétées. Dans la phase de diversification, une population d'ARN génomique se propage dans un espace génétique en accumulant des mutations jusqu'à ce que des mutants avec une fitness plus élevée soient générés, entraînant une augmentation de la diversité de fitness. Dans la phase de domination, les mutants avec une fitness plus élevée dominent, diminuant à la fois la fitness et la diversité génétique. Cette étude révèle la nature dynamique de la diversité génétique et de remise en forme au cours de l'évolution adaptative et démontre l'utilité d'un système de type cellulaire artificiel simplifié pour étudier l'évolution à une résolution sans précédent.

Mots clés: Séquenceur de nouvelle génération du paysage de fitness d'évolution expérimentale de diversité d'ARN.


Matériaux et méthodes

Culture de cellules

La moelle osseuse humaine adulte a été prélevée à partir d'interventions chirurgicales de routine (ostéotomies pelviennes 4 échantillons âgés de 18 à 35 ans) après consentement éclairé et conformément aux termes du comité d'éthique de l'Université d'Ulm. Les hMSC ont été isolées et cultivées comme décrit précédemment (Fickert et al., 2003 Fiedler et al., 2002). Les cellules ont été repiquées une fois par semaine. Le phénotype hMSC a été confirmé par analyse FACS avec CD9, CD90, CD105 et CD166 (positif), ainsi que CD14, CD34 et CD45 (négatif), et par le potentiel de différenciation en ostéoblastes, chondrocytes et adipocytes. Après le passage 2-10 (environ 10-50 doublements de population), la conversion de hMSC en structures de type neurosphère a été initiée. Plus précisément, les cellules ont été dissociées avec 0,05 % de trypsine/0,04 % d'EDTA et étalées sur des flacons de culture tissulaire en plastique à faible attachement (Nalge Nunc International, Rochester, NY, USA) à une concentration de 1-2 × 10 5 cellules/cm 2 dans P4 Milieu -8F (AthenaES, Baltimore, MD) additionné de 20 ng/ml de facteur de croissance épidermique (EGF) et de facteur de croissance des fibroblastes-2 (FGF-2 tous deux de Sigma, St Louis, MO) à 5% de CO2, 92 % N2 et 3% O2. Après 10 à 20 jours, la formation de sphères a pu être observée. Ces structures de type neurosphère ont été étendues pendant 2 à 10 semaines supplémentaires (2-4 passages ≈ 5-30 doublements de population) avant que la différenciation gliale ou neuronale ne commence. Le milieu a été changé une fois par semaine et des facteurs de croissance ont été ajoutés deux fois par semaine. L'induction de la différenciation neurale terminale a été initiée en étalant les cellules sur des lamelles de verre enduites de poly-L-lysine à une concentration de 1,5-2,0 × 10 5 cellules/cm 2 dans du milieu Neurobasal® (Gibco, Tulsa, OK) additionné de 0,5 M acide tout-trans-rétinoïque (Sigma), 1 % de FCS, 5 % de sérum de cheval, 1 % de supplément de N2 et 1 % de pénicilline/streptomycine (tous de Gibco). 10 ng/ml de rh-PDGF-BB ont ensuite été ajoutés pour l'induction gliale (R&D Systems, Minneapolis, MN) ou 10 ng/ml de rh-BDNF pour l'induction neuronale (Promega, Madison, WI). Les cellules ont été différenciées pendant 10 à 14 jours.

Analyse clonale des hmNSCs

L'analyse clonale a été réalisée selon Uchida et ses collaborateurs (Uchida et al., 2000). En bref, les hmNSC ont été diluées en série dans un milieu d'expansion hmNSC dans des plaques à 96 puits. Seules des cellules individuelles ont été multipliées en complétant le milieu à 50 % avec du milieu filtré conditionné pendant 48 heures sur hmNSC et contenant des facteurs de croissance. Les cellules ont été développées pendant 3 à 6 semaines et traitées davantage comme décrit ci-dessus pour le hmNSC en utilisant le protocole d'induction neuronale.

Différenciation ostéogénique des hmNSCs

Afin de différencier les hMSCs et les hmNSCs en ostéoblastes, nous avons utilisé des protocoles standards décrits précédemment (Fiedler et al., 2002 Reyes et al., 2001). Nous avons utilisé les deux types de cellules du passage 6-10. Brièvement, la différenciation ostéogénique a été induite en étalant les cellules à 2 x 10 4 cellules/cm 2 dans du milieu DMEM contenant 10 % de FCS, 1 % de glutamine et 1 % de pénicilline/streptomycine additionnée de 0,1 M de dexaméthasone, 50 mg/ml d'acide ascorbique, et 2,16 mg/ml de -glycérophosphate (tous de Sigma, St Louis, MO). Les cellules ont été cultivées pendant 14 jours et le milieu a été changé deux fois par semaine.

Cytométrie en flux

Les hMSC et hmNSC ont été traités avec de la trypsine-EDTA (Gibco) et lavés avec du PBS. Les cellules mortes ont été exclues de l'analyse par déclenchement de diffusion vers l'avant. Les échantillons ont été analysés en utilisant le cytomètre en flux FACSCalibur et le logiciel Cellquest (tous deux de Becton Dickinson, Franklin Lakes, NJ). Un minimum de 12 000 événements a été acquis pour chaque échantillon.

Immunocytochimie

Les cellules ont été fixées dans du paraformaldéhyde à 4 % dans du PBS. L'immunocytochimie a été réalisée en utilisant des protocoles standards. Les noyaux cellulaires ont été contre-colorés avec du 4,6-diamidino-2-phénylindole (DAPI). Les anticorps et les dilutions étaient les suivants : monoclonal TH, 1:1000 monoclonal β-tubuline III, 1:1000 monoclonal fibronectine, 1:400 (tous de Sigma) MAP2ab monoclonal, 1:300 et GFAP monoclonal, 1:1000 (à la fois Pharmingen, San Diego, CA) GalC monoclonal, 1:750 GFAP polyclonal, 1:1000 nestin polyclonal, 1:500 (tous de Chemicon International, Temecula, USA). Des anticorps secondaires marqués par fluorescence (Jackson, West Grove, PA) ont ensuite été appliqués. Pour la visualisation des ostéoblastes, les cultures ont été analysées par test enzymatique de l'activité de la phosphatase alcaline (AP) selon des protocoles standards en utilisant un kit de coloration AP (Sigma) (Fiedler et al., 2002).

Extraction d'ARN, RT-PCR et analyse quantitative RT-PCR en temps réel

L'ARN cellulaire total a été extrait des hMSC, des hmNSC et des hmNSC à différenciation terminale (milieu d'induction neuronale) à l'aide du kit de purification d'ARN total RNAeasy suivi d'un traitement avec une DNase sans RNase (Qiagen, Hilden, Allemagne). Les réactions de RT-PCR ont été réalisées essentiellement comme décrit précédemment (Fiedler et al., 2002). Les séquences d'amorces (forward, reverse) et les longueurs des produits amplifiés étaient les suivantes : AP (5′-ACC TCG TTG ACA CCT GGA AG-3′, 5′-CCA CCA TCT CGG AGA GTG AC-3′, 189) c -fos (5′-AGC TCT GTG GCC ATG GGC CCC-3′, 5′-AGA CAG ACC AAC TAG AAG ATG A-3′, 457) GAPDH (5′-CGG AGT CAA CGG ATT TGG TCG TAT-3′ , 5′-AGC CTT CTC CAT GGT TGG TGA AGA C-3′, 188) RUNX2 (5′-TAC CAG ACC GAG ACC AAC AGA G-3′, 5′-CAC CAC CGG GTC ACG TCG C-3′, 239) SOX9 (5′-CTA CGA CTG GAC GCT GGT GC-3′, 5′-CGA TGT CCA CGT CGC GGA AG-3′, 234). Une RT-PCR quantitative en temps réel en une étape a été réalisée à l'aide du système LightCycler® (Roche, Mannheim, Allemagne), et l'amplification a été surveillée et analysée en mesurant la liaison du colorant fluorescent SYBR Green I à l'ADN double brin. 1 l d'ARN total a été rétrotranscrit et ensuite amplifié en utilisant le mélange maître QuantiTect SYBR Green RT-PCR (Qiagen) et 0,5 M de chacune des amorces sens et antisens. Des dilutions au dixième d'ARN total ont été utilisées comme étalons externes. Les standards et les échantillons ont été amplifiés simultanément. Après amplification, les courbes de fusion des produits de RT-PCR ont été acquises pour démontrer la spécificité du produit. Les résultats sont exprimés par rapport au gène de ménage HMBS (hydroxyméthylbilane synthase). Les séquences d'amorces, les longueurs des produits amplifiés et les analyses de fusion sont résumées dans le tableau 1.

Amorces utilisées pour la RT-PCR quantitative en temps réel

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Électrophysiologie

Les cellules ont été étudiées pour les courants membranaires entre les jours 10 et 20 après différenciation en utilisant la technique standard de patch-clamp à cellules entières avec un amplificateur EPC-7 (List Electronics, Heidelberg, Allemagne) et l'acquisition de données pClamp (Axon Instruments) comme décrit précédemment (Labarca et al., 2001 Storch et al., 2003). Nous avons ajouté 10 % de FCS 3 à 5 jours avant les expériences de patch-clamp pour une meilleure étanchéité. La solution extracellulaire contenait 100 mM de NaCl, 54 mM de KCl, 2 mM de CaCl2, 2 mM de MgCl2, HEPES 10 mM, D-glucose 10 mM. La solution de pipette était de 130 mM de KCl, 0,5 mM de CaCl2, 2 mM de MgCl2, EGTA 5 mM, HEPES 10 mM, Na-ATP 3 mM. En utilisant ces solutions, les pipettes en borosilicate avaient des résistances de 3 à 4 MΩ. Les données ont été analysées à l'aide des logiciels pClamp 8.0, Microsoft Excel 97 et Origin 5.0.

HPLC en phase inverse avec détection électrochimique

Pour déterminer la production et la libération de dopamine, les milieux ont été complétés avec 100 M de tétrahydrobioptérine et 200 M d'ascorbate 3 jours avant la récolte moyenne. Les niveaux de dopamine ont été déterminés dans un milieu et un tampon extracellulaire stabilisé avec une solution d'EGTA/glutathion comme indiqué précédemment (Storch et al., 2001), et conservés à -80°C jusqu'à l'analyse. L'absorption d'aluminium et l'analyse HPLC de la dopamine ont été décrites (Storch et al., 2001).

Comptage cellulaire et statistiques

Pour la quantification du pourcentage de cellules produisant un marqueur donné, dans n'importe quelle expérience donnée, le nombre de cellules positives de toute la surface du puits a été déterminé par rapport au nombre total de noyaux marqués au DAPI. Dans une expérience typique, un total de 500 à 1000 cellules a été compté par marqueur. Des comparaisons statistiques ont été faites par Dunnett's t-test. Si les données n'étaient pas distribuées normalement, un test non paramétrique (test U de Mann-Whitney) a été utilisé pour comparer les résultats. Toutes les données sont exprimées en moyenne ± s.e.m.


Contenu

Les cellules ont été vues pour la première fois en Europe au XVIIe siècle avec l'invention du microscope composé. En 1665, Robert Hooke a qualifié le bloc de construction de tous les organismes vivants de « cellules » après avoir regardé un morceau de liège et observé une structure semblable à une cellule, [3] [4] cependant, les cellules étaient mortes et n'ont donné aucune indication sur le composants globaux réels d'une cellule. Quelques années plus tard, en 1674, Anton Van Leeuwenhoek fut le premier à analyser des cellules vivantes dans son examen des algues. Tout cela a précédé la théorie cellulaire qui affirme que tous les êtres vivants sont constitués de cellules et que les cellules sont l'unité fonctionnelle et structurelle des organismes. Cela a finalement été conclu par le scientifique des plantes, Matthias Schleiden [4] et le scientifique des animaux Theodor Schwann en 1838, qui ont observé des cellules vivantes dans les tissus végétaux et animaux, respectivement. [5] 19 ans plus tard, Rudolf Virchow a contribué davantage à la théorie cellulaire, ajoutant que toutes les cellules proviennent de la division de cellules préexistantes. [5] Bien que largement acceptées, de nombreuses études remettent en question la validité de la théorie cellulaire. Les virus, par exemple, n'ont pas les caractéristiques communes d'une cellule vivante, telles que les membranes, les organites cellulaires et la capacité de se reproduire par eux-mêmes. [6] Les scientifiques ont eu du mal à décider si les virus sont vivants ou non et s'ils sont en accord avec la théorie cellulaire.

La recherche en biologie cellulaire moderne examine différentes manières de cultiver et de manipuler des cellules en dehors d'un corps vivant pour faire avancer les recherches sur l'anatomie et la physiologie humaines et pour dériver des médicaments. Les techniques d'étude des cellules ont évolué. Grâce aux progrès de la microscopie, les techniques et la technologie ont permis aux scientifiques de mieux comprendre la structure et la fonction des cellules. De nombreuses techniques couramment utilisées pour étudier la biologie cellulaire sont énumérées ci-dessous : [7]

    : Utilise des cellules à croissance rapide sur un support qui permet une grande quantité d'un type de cellule spécifique et un moyen efficace d'étudier les cellules. [8] : Les marqueurs fluorescents tels que la GFP, sont utilisés pour marquer un composant spécifique de la cellule. Ensuite, une certaine longueur d'onde lumineuse est utilisée pour exciter le marqueur fluorescent qui peut alors être visualisé. [8] : Utilise l'aspect optique de la lumière pour représenter les changements de phase solide, liquide et gazeux sous forme de différences de luminosité. [8] : Combine la microscopie à fluorescence avec l'imagerie en focalisant la lumière et les instances de prise de vue instantanée pour former une image 3-D. [8] : Implique la coloration du métal et le passage d'électrons à travers les cellules, qui seront déviés lors de l'interaction avec le métal. Cela forme finalement une image des composants étudiés. [8] : Les cellules sont placées dans la machine qui utilise un faisceau pour diffuser les cellules en fonction de différents aspects et peut donc les séparer en fonction de leur taille et de leur contenu. Les cellules peuvent également être marquées avec la fluorescence GFP et peuvent également être séparées de cette façon. [9] : Ce procédé nécessite de casser la cellule par haute température ou sonification suivie d'une centrifugation pour séparer les parties de la cellule permettant de les étudier séparément. [8]

Il existe deux classifications fondamentales des cellules : procaryotes et eucaryotes. Les cellules procaryotes se distinguent des cellules eucaryotes par l'absence d'un noyau cellulaire ou d'un autre organite lié à la membrane. [10] Les cellules procaryotes sont beaucoup plus petites que les cellules eucaryotes, ce qui en fait la plus petite forme de vie. [11] Les cellules procaryotes comprennent les bactéries et les archées, et n'ont pas de noyau cellulaire fermé. Ils se reproduisent tous les deux par fission binaire. Les bactéries, le type le plus répandu, ont plusieurs formes différentes, principalement sphériques et en forme de bâtonnet. Les bactéries peuvent être classées comme Gram positif ou Gram négatif selon la composition de la paroi cellulaire. Les caractéristiques structurelles bactériennes comprennent un flagelle qui aide la cellule à se déplacer, [12] des ribosomes pour la traduction de l'ARN en protéine, [12] et un nucléoïde qui contient tout le matériel génétique dans une structure circulaire. [12] Il existe de nombreux processus qui se produisent dans les cellules procaryotes qui leur permettent de survivre. Par exemple, dans un processus appelé conjugaison, le facteur de fertilité permet à la bactérie de posséder un pilus qui lui permet de transmettre de l'ADN à une autre bactérie dépourvue du facteur F, permettant la transmission de résistances lui permettant de survivre dans certains environnements. [13]

Les cellules eucaryotes peuvent être unicellulaires ou multicellulaires [12] et comprennent des cellules animales, végétales, fongiques et protozoaires qui contiennent toutes des organites de différentes formes et tailles. [14]

Structure des cellules eucaryotes Modifier

Les cellules eucaryotes sont composées des organites suivants :

    : Cela fonctionne comme le stockage du génome et de l'information génétique pour la cellule, contenant tout l'ADN organisé sous forme de chromosomes. Il est entouré d'une enveloppe nucléaire, qui comprend des pores nucléaires permettant le transport des protéines entre l'intérieur et l'extérieur du noyau. [15] C'est aussi le site pour la réplication de l'ADN ainsi que la transcription de l'ADN en ARN. Ensuite, l'ARN est modifié et transporté vers le cytosol pour être traduit en protéine. : Cette structure est à l'intérieur du noyau, généralement dense et de forme sphérique. C'est le site de synthèse de l'ARN ribosomique (ARNr), qui est nécessaire à l'assemblage ribosomique. : Cela fonctionne pour synthétiser, stocker et sécréter des protéines à l'appareil de Golgi. [16] : Cela fonctionne pour la production d'énergie ou d'ATP au sein de la cellule. Plus précisément, c'est l'endroit où se produit le cycle de Krebs ou le cycle du TCA pour la production de NADH et de FADH. Ensuite, ces produits sont utilisés dans la chaîne de transport d'électrons (ETC) et la phosphorylation oxydative pour la production finale d'ATP. [17] : Cela fonctionne pour traiter davantage, conditionner et sécréter les protéines jusqu'à leur destination. Les protéines contiennent une séquence signal qui permet à l'appareil de Golgi de la reconnaître et de la diriger au bon endroit. [18] : Le lysosome a pour fonction de dégrader le matériel apporté de l'extérieur de la cellule ou d'anciens organites. Celui-ci contient de nombreuses hydrolases acides, protéases, nucléases et lipases, qui décomposent les différentes molécules. L'autophagie est le processus de dégradation par les lysosomes qui se produit lorsqu'une vésicule bourgeonne du RE et engloutit le matériau, puis s'attache et fusionne avec le lysosome pour permettre la dégradation du matériau. [19] : Fonctions pour traduire l'ARN en protéine. : Cela fonctionne pour ancrer les organites dans les cellules et constitue la structure et la stabilité de la cellule. : La membrane cellulaire peut être décrite comme une bicouche phospholipidique et est également constituée de lipides et de protéines. [12] Parce que l'intérieur de la bicouche est hydrophobe et pour que les molécules participent aux réactions au sein de la cellule, elles doivent pouvoir traverser cette couche membranaire pour entrer dans la cellule via la pression osmotique, la diffusion, les gradients de concentration et les canaux membranaires. . [20] : Fonction de production de fibres fusiformes qui sont utilisées pour séparer les chromosomes lors de la division cellulaire.

Les cellules eucaryotes peuvent également être composées des composants moléculaires suivants :

    : Cela constitue les chromosomes et est un mélange d'ADN avec diverses protéines. : Ils aident à propulser des substances et peuvent également être utilisés à des fins sensorielles. [21]

Métabolisme cellulaire Modifier

Le métabolisme cellulaire est nécessaire à la production d'énergie pour la cellule et donc à sa survie et comprend de nombreuses voies. Pour la respiration cellulaire, une fois que le glucose est disponible, la glycolyse se produit dans le cytosol de la cellule pour produire du pyruvate. Le pyruvate subit une décarboxylation en utilisant le complexe multi-enzymatique pour former de l'acétyl coA qui peut facilement être utilisé dans le cycle du TCA pour produire du NADH et du FADH2. Ces produits sont impliqués dans la chaîne de transport d'électrons pour finalement former un gradient de protons à travers la membrane mitochondriale interne. Ce gradient peut alors entraîner la production d'ATP et d'H2O lors de la phosphorylation oxydative. [22] Le métabolisme dans les cellules végétales comprend la photosynthèse qui est simplement l'exact opposé de la respiration car elle produit finalement des molécules de glucose.

Signalisation cellulaire Modifier

La signalisation cellulaire est importante pour la régulation cellulaire et pour que les cellules traitent les informations de l'environnement et réagissent en conséquence. La signalisation peut se produire par contact cellulaire direct ou par signalisation endocrinienne, paracrine et autocrine. Le contact direct cellule-cellule se produit lorsqu'un récepteur sur une cellule se lie à une molécule qui est attachée à la membrane d'une autre cellule. La signalisation endocrinienne se fait par des molécules sécrétées dans la circulation sanguine. La signalisation paracrine utilise des molécules diffusant entre deux cellules pour communiquer. L'autocrine est une cellule qui s'envoie un signal en sécrétant une molécule qui se lie à un récepteur à sa surface. Les formes de communication peuvent passer par :

    : Peut être de différents types tels que des canaux ioniques dépendants de la tension ou du ligand. Ils permettent la sortie et l'entrée de molécules et d'ions. (GPCR) : est largement reconnu pour contenir 7 domaines transmembranaires. Le ligand se lie au domaine extracellulaire et une fois que le ligand se lie, cela signale un facteur d'échange de guanine pour convertir GDP en GTP et activer la sous-unité G-α. G-α peut cibler d'autres protéines telles que l'adényl cyclase ou la phospholipase C, qui produisent finalement des messagers secondaires tels que l'AMPc, l'Ip3, le DAG et le calcium. Ces messagers secondaires amplifient les signaux et peuvent cibler des canaux ioniques ou d'autres enzymes. Un exemple d'amplification d'un signal est la liaison de l'AMPc à et l'activation de la PKA en éliminant les sous-unités régulatrices et en libérant la sous-unité catalytique. La sous-unité catalytique a une séquence de localisation nucléaire qui l'incite à entrer dans le noyau et à phosphoryler d'autres protéines pour réprimer ou activer l'activité du gène. [22] : Lier les facteurs de croissance, favorisant davantage la tyrosine sur la partie intracellulaire de la protéine pour traverser la phosphorylation. La tyrosine phosphorylée devient une plateforme d'atterrissage pour les protéines contenant un domaine SH2 permettant l'activation de Ras et l'implication de la voie MAP kinase. [23]

Cycle cellulaire Modifier

Le processus de croissance de la cellule ne fait pas référence à la taille de la cellule, mais à la densité du nombre de cellules présentes dans l'organisme à un moment donné. La croissance cellulaire concerne l'augmentation du nombre de cellules présentes dans un organisme au fur et à mesure qu'il grandit et se développe à mesure que l'organisme grossit, de même que le nombre de cellules présentes. Les cellules sont le fondement de tous les organismes et sont l'unité fondamentale de la vie. La croissance et le développement des cellules sont essentiels au maintien de l'hôte et à la survie de l'organisme. Pour ce processus, la cellule passe par les étapes du cycle cellulaire et du développement qui impliquent la croissance cellulaire, la réplication de l'ADN, la division cellulaire, la régénération et la mort cellulaire. Le cycle cellulaire est divisé en quatre phases distinctes : G1, S, G2 et M. La phase G – qui est la phase de croissance cellulaire – représente environ 95 % du cycle. La prolifération des cellules est provoquée par les progéniteurs. Toutes les cellules commencent sous une forme identique et peuvent essentiellement devenir n'importe quel type de cellules. La signalisation cellulaire telle que l'induction peut influencer les cellules voisines pour se différencier et déterminer le type de cellule qu'elle deviendra. De plus, cela permet aux cellules du même type de s'agréger et de former des tissus, puis des organes, et finalement des systèmes. Les phases G1, G2 et S (réplication, dommages et réparation de l'ADN) sont considérées comme la partie interphase du cycle, tandis que la phase M (mitose) est la partie division cellulaire du cycle. La mitose est composée de nombreuses étapes qui incluent respectivement la prophase, la métaphase, l'anaphase, la télophase et la cytokinèse. Le résultat ultime de la mitose est la formation de deux cellules filles identiques.

Le cycle cellulaire est régulé par une série de facteurs et de complexes de signalisation tels que les cyclines, la kinase dépendante des cyclines et p53. Lorsque la cellule a terminé son processus de croissance et si elle s'avère endommagée ou altérée, elle subit une mort cellulaire, soit par apoptose, soit par nécrose, pour éliminer la menace qu'elle peut faire peser sur la survie de l'organisme. [24]

Mortalité cellulaire, immortalité de la lignée cellulaire Modifier

L'ascendance de chaque cellule actuelle remonte vraisemblablement, dans une lignée ininterrompue de plus de 3 milliards d'années, à l'origine de la vie. Ce ne sont pas en fait des cellules qui sont immortelles, mais des lignées cellulaires multigénérationnelles. [25] L'immortalité d'une lignée cellulaire dépend du maintien du potentiel de division cellulaire. Ce potentiel peut être perdu dans une lignée particulière en raison des dommages cellulaires, de la différenciation terminale comme cela se produit dans les cellules nerveuses ou de la mort cellulaire programmée (apoptose) au cours du développement. Le maintien du potentiel de division cellulaire au cours des générations successives dépend de l'évitement et de la réparation précise des dommages cellulaires, en particulier des dommages à l'ADN. In sexual organisms, continuity of the germline depends on the effectiveness of processes for avoiding DNA damage and repairing those DNA damages that do occur. Sexual processes in eukaryotes, as well as in prokaryotes, provide an opportunity for effective repair of DNA damages in the germ line by homologous recombination. [25] [26]

The scientific branch that studies and diagnoses diseases on the cellular level is called cytopathology. Cytopathology is generally used on samples of free cells or tissue fragments, in contrast to the pathology branch of histopathology, which studies whole tissues. Cytopathology is commonly used to investigate diseases involving a wide range of body sites, often to aid in the diagnosis of cancer but also in the diagnosis of some infectious diseases and other inflammatory conditions. For example, a common application of cytopathology is the Pap smear, a screening test used to detect cervical cancer, and precancerous cervical lesions that may lead to cervical cancer.


Contenu

Les cellules sont de deux types : les eucaryotes, qui contiennent un noyau, et les procaryotes, qui n'en contiennent pas. Les procaryotes sont des organismes unicellulaires, tandis que les eucaryotes peuvent être unicellulaires ou multicellulaires.

Des cellules procaryotes

Les procaryotes comprennent les bactéries et les archées, deux des trois domaines de la vie. Les cellules procaryotes étaient la première forme de vie sur Terre, caractérisée par des processus biologiques vitaux, notamment la signalisation cellulaire. Elles sont plus simples et plus petites que les cellules eucaryotes et n'ont pas de noyau ni d'autres organites liés à la membrane. L'ADN d'une cellule procaryote est constitué d'un seul chromosome circulaire qui est en contact direct avec le cytoplasme. La région nucléaire du cytoplasme est appelée nucléoïde. La plupart des procaryotes sont les plus petits de tous les organismes allant de 0,5 à 2,0 m de diamètre. [13]

Une cellule procaryote a trois régions :

  • Enfermant la cellule se trouve l'enveloppe cellulaire - généralement constituée d'une membrane plasmique recouverte d'une paroi cellulaire qui, pour certaines bactéries, peut être en outre recouverte d'une troisième couche appelée capsule. Bien que la plupart des procaryotes aient à la fois une membrane cellulaire et une paroi cellulaire, il existe des exceptions telles que Mycoplasme (bactéries) et Thermoplasme (archées) qui ne possèdent que la couche de membrane cellulaire. L'enveloppe donne de la rigidité à la cellule et sépare l'intérieur de la cellule de son environnement, servant de filtre protecteur. La paroi cellulaire est constituée de peptidoglycane dans les bactéries et agit comme une barrière supplémentaire contre les forces extérieures. Il empêche également la cellule de se dilater et d'éclater (cytolyse) à cause de la pression osmotique due à un environnement hypotonique. Certaines cellules eucaryotes (cellules végétales et cellules fongiques) ont également une paroi cellulaire.
  • À l'intérieur de la cellule se trouve la région cytoplasmique qui contient le génome (ADN), les ribosomes et diverses sortes d'inclusions. [4] Le matériel génétique se trouve librement dans le cytoplasme. Les procaryotes peuvent porter des éléments d'ADN extrachromosomiques appelés plasmides, qui sont généralement circulaires. Des plasmides bactériens linéaires ont été identifiés dans plusieurs espèces de bactéries spirochètes, y compris des membres du genre Borrelia notamment Borrelia burgdorferi, qui cause la maladie de Lyme. [14] Bien que ne formant pas un noyau, l'ADN est condensé dans un nucléoïde. Les plasmides codent pour des gènes supplémentaires, tels que des gènes de résistance aux antibiotiques.
  • À l'extérieur, des flagelles et des pili dépassent de la surface de la cellule. Ce sont des structures (non présentes chez tous les procaryotes) constituées de protéines qui facilitent le mouvement et la communication entre les cellules.

Eukaryotic cells

Les plantes, les animaux, les champignons, les moisissures visqueuses, les protozoaires et les algues sont tous eucaryotes. Ces cellules sont environ quinze fois plus larges qu'un procaryote typique et peuvent être jusqu'à mille fois plus volumineuses. La principale caractéristique distinctive des eucaryotes par rapport aux procaryotes est la compartimentation : la présence d'organites liés à la membrane (compartiments) dans lesquels des activités spécifiques ont lieu. Le plus important d'entre eux est un noyau cellulaire, [4] un organite qui abrite l'ADN de la cellule. Ce noyau donne son nom à l'eucaryote, qui signifie « vrai noyau (noyau) ». Les autres différences incluent :

  • La membrane plasmique ressemble à celle des procaryotes en fonction, avec des différences mineures dans la configuration. Les parois cellulaires peuvent être présentes ou non.
  • L'ADN eucaryote est organisé en une ou plusieurs molécules linéaires, appelées chromosomes, qui sont associées à des protéines histones. Tout l'ADN chromosomique est stocké dans le noyau cellulaire, séparé du cytoplasme par une membrane. [4] Certains organites eucaryotes tels que les mitochondries contiennent également de l'ADN.
  • De nombreuses cellules eucaryotes sont ciliées avec des cils primaires. Les cils primaires jouent un rôle important dans la chimiosensation, la mécanosensation et la thermosensation. Chaque cil peut ainsi être "considéré comme une antenne cellulaire sensorielle qui coordonne un grand nombre de voies de signalisation cellulaire, couplant parfois la signalisation à la motilité ciliaire ou alternativement à la division et à la différenciation cellulaires". [15]
  • Les eucaryotes mobiles peuvent se déplacer en utilisant des cils ou des flagelles mobiles. Les cellules mobiles sont absentes chez les conifères et les plantes à fleurs. [16] Les flagelles eucaryotes sont plus complexes que ceux des procaryotes. [17]

Toutes les cellules, qu'elles soient procaryotes ou eucaryotes, ont une membrane qui enveloppe la cellule, régule ce qui entre et sort (sélectivement perméable) et maintient le potentiel électrique de la cellule. A l'intérieur de la membrane, le cytoplasme occupe la majeure partie du volume de la cellule. Toutes les cellules (à l'exception des globules rouges qui n'ont pas de noyau cellulaire et la plupart des organites pour accueillir un maximum d'espace pour l'hémoglobine) possèdent de l'ADN, le matériel héréditaire des gènes, et de l'ARN, contenant les informations nécessaires pour construire diverses protéines telles que les enzymes, la machinerie primaire de la cellule . Il existe également d'autres types de biomolécules dans les cellules. Cet article répertorie ces composants cellulaires primaires, puis décrit brièvement leur fonction.

Membrane

La membrane cellulaire, ou membrane plasmique, est une membrane biologique qui entoure le cytoplasme d'une cellule. Chez les animaux, la membrane plasmique est la limite externe de la cellule, tandis que chez les plantes et les procaryotes, elle est généralement recouverte d'une paroi cellulaire. Cette membrane sert à séparer et à protéger une cellule de son environnement et est constituée principalement d'une double couche de phospholipides, qui sont amphiphiles (en partie hydrophobes et en partie hydrophiles). Par conséquent, la couche est appelée une bicouche phospholipidique, ou parfois une membrane de mosaïque fluide. À l'intérieur de cette membrane se trouve une structure macromoléculaire appelée le porosome, le portail sécrétoire universel dans les cellules et une variété de molécules de protéines qui agissent comme des canaux et des pompes qui déplacent différentes molécules dans et hors de la cellule. [4] La membrane est semi-perméable, et sélectivement perméable, en ce sens qu'elle peut soit laisser passer une substance (molécule ou ion) librement, soit traverser dans une mesure limitée, soit ne pas traverser du tout. Les membranes de la surface cellulaire contiennent également des protéines réceptrices qui permettent aux cellules de détecter des molécules de signalisation externes telles que les hormones.

Cytosquelette

Le cytosquelette agit pour organiser et maintenir la forme de la cellule ancre les organites en place aide pendant l'endocytose, l'absorption de matériaux externes par une cellule, et la cytokinèse, la séparation des cellules filles après la division cellulaire et déplace des parties de la cellule dans les processus de croissance et de mobilité . Le cytosquelette eucaryote est composé de microtubules, de filaments intermédiaires et de microfilaments. Dans le cytosquelette d'un neurone, les filaments intermédiaires sont appelés neurofilaments. Un grand nombre de protéines leur sont associées, chacune contrôlant la structure d'une cellule en dirigeant, en regroupant et en alignant les filaments. [4] Le cytosquelette procaryote est moins bien étudié mais est impliqué dans le maintien de la forme, de la polarité et de la cytokinèse des cellules. [19] La protéine de sous-unité des microfilaments est une petite protéine monomère appelée actine. La sous-unité des microtubules est une molécule dimère appelée tubuline. Les filaments intermédiaires sont des hétéropolymères dont les sous-unités varient selon les types de cellules dans différents tissus. Mais certaines des protéines sous-unitaires des filaments intermédiaires comprennent la vimentine, la desmine, la lamine (lamines A, B et C), la kératine (multiples kératines acides et basiques), les protéines des neurofilaments (NF-L, NF-M).

Matériel génétique

Il existe deux types différents de matériel génétique : l'acide désoxyribonucléique (ADN) et l'acide ribonucléique (ARN). Les cellules utilisent l'ADN pour le stockage d'informations à long terme. L'information biologique contenue dans un organisme est codée dans sa séquence d'ADN. [4] L'ARN est utilisé pour le transport de l'information (par exemple, l'ARNm) et les fonctions enzymatiques (par exemple, l'ARN ribosomique). Les molécules d'ARN de transfert (ARNt) sont utilisées pour ajouter des acides aminés lors de la traduction des protéines.

Le matériel génétique procaryote est organisé en un simple chromosome bactérien circulaire dans la région nucléoïde du cytoplasme. Le matériel génétique eucaryote est divisé en différentes [4] molécules linéaires appelées chromosomes à l'intérieur d'un noyau discret, généralement avec du matériel génétique supplémentaire dans certains organites comme les mitochondries et les chloroplastes (voir la théorie endosymbiotique).

Une cellule humaine possède du matériel génétique contenu dans le noyau cellulaire (le génome nucléaire) et dans les mitochondries (le génome mitochondrial). Chez l'homme, le génome nucléaire est divisé en 46 molécules d'ADN linéaires appelées chromosomes, dont 22 paires de chromosomes homologues et une paire de chromosomes sexuels. Le génome mitochondrial est une molécule d'ADN circulaire distincte de l'ADN nucléaire. Bien que l'ADN mitochondrial soit très petit par rapport aux chromosomes nucléaires, [4] il code pour 13 protéines impliquées dans la production d'énergie mitochondriale et des ARNt spécifiques.

Le matériel génétique étranger (le plus souvent l'ADN) peut également être introduit artificiellement dans la cellule par un processus appelé transfection. Cela peut être transitoire, si l'ADN n'est pas inséré dans le génome de la cellule, ou stable, s'il l'est. Certains virus insèrent également leur matériel génétique dans le génome.

Organelles

Les organites sont des parties de la cellule adaptées et/ou spécialisées pour remplir une ou plusieurs fonctions vitales, analogues aux organes du corps humain (tels que le cœur, les poumons et les reins, chaque organe remplissant une fonction différente). [4] Les cellules eucaryotes et procaryotes ont des organites, mais les organites procaryotes sont généralement plus simples et ne sont pas liés à la membrane.

Il existe plusieurs types d'organites dans une cellule. Certains (comme le noyau et l'appareil de Golgi) sont généralement solitaires, tandis que d'autres (comme les mitochondries, les chloroplastes, les peroxysomes et les lysosomes) peuvent être nombreux (des centaines à des milliers). Le cytosol est le liquide gélatineux qui remplit la cellule et entoure les organites.

Eucaryote

  • Cell nucleus: Centre d'information d'une cellule, le noyau cellulaire est l'organite le plus visible d'une cellule eucaryote. Il abrite les chromosomes de la cellule et est le lieu où presque toute la réplication de l'ADN et la synthèse de l'ARN (transcription) se produisent. Le noyau est sphérique et séparé du cytoplasme par une double membrane appelée enveloppe nucléaire. L'enveloppe nucléaire isole et protège l'ADN d'une cellule de diverses molécules qui pourraient accidentellement endommager sa structure ou interférer avec son traitement. Au cours du traitement, l'ADN est transcrit ou copié dans un ARN spécial, appelé ARN messager (ARNm). Cet ARNm est ensuite transporté hors du noyau, où il est traduit en une molécule de protéine spécifique. Le nucléole est une région spécialisée dans le noyau où les sous-unités du ribosome sont assemblées. Chez les procaryotes, le traitement de l'ADN a lieu dans le cytoplasme. [4]
  • Mitochondries et chloroplastes: générer de l'énergie pour la cellule. Les mitochondries sont des organites auto-répliquants qui se présentent en divers nombres, formes et tailles dans le cytoplasme de toutes les cellules eucaryotes. [4] La respiration se produit dans les mitochondries cellulaires, qui génèrent l'énergie de la cellule par phosphorylation oxydative, en utilisant l'oxygène pour libérer l'énergie stockée dans les nutriments cellulaires (généralement liés au glucose) pour générer de l'ATP. Les mitochondries se multiplient par fission binaire, comme les procaryotes. Les chloroplastes ne se trouvent que dans les plantes et les algues, et ils captent l'énergie du soleil pour fabriquer des glucides par photosynthèse.
  • Réticulum endoplasmique: Le réticulum endoplasmique (RE) est un réseau de transport de molécules ciblées pour certaines modifications et destinations spécifiques, par rapport aux molécules qui flottent librement dans le cytoplasme. Le RE a deux formes : le RE rugueux, qui a des ribosomes à sa surface qui sécrètent des protéines dans le RE, et le RE lisse, qui manque de ribosomes. [4] Le RE lisse joue un rôle dans la séquestration et la libération du calcium.
  • Appareil de Golgi: La fonction principale de l'appareil de Golgi est de traiter et de conditionner les macromolécules telles que les protéines et les lipides qui sont synthétisés par la cellule.
  • Lysosomes et peroxysomes: Les lysosomes contiennent des enzymes digestives (hydrolases acides). Ils digèrent les organites en excès ou épuisés, les particules alimentaires et les virus ou bactéries engloutis. Les peroxysomes ont des enzymes qui débarrassent la cellule des peroxydes toxiques. La cellule ne pourrait pas abriter ces enzymes destructrices si elles n'étaient pas contenues dans un système membranaire. [4]
  • Centrosome: l'organisateur du cytosquelette : le centrosome produit les microtubules d'une cellule, un élément clé du cytosquelette. Il dirige le transport à travers l'ER et l'appareil de Golgi. Les centrosomes sont composés de deux centrioles, qui se séparent lors de la division cellulaire et contribuent à la formation du fuseau mitotique. Un seul centrosome est présent dans les cellules animales. On les trouve également dans certains champignons et cellules d'algues.
  • Vacuoles: Les vacuoles séquestrent les déchets et dans les cellules végétales stockent l'eau. Ils sont souvent décrits comme des espaces remplis de liquide et sont entourés d'une membrane. Certaines cellules, notamment Amibe, ont des vacuoles contractiles, qui peuvent pomper l'eau hors de la cellule s'il y a trop d'eau. Les vacuoles des cellules végétales et des cellules fongiques sont généralement plus grandes que celles des cellules animales.

Eucaryote et procaryote

  • Ribosomes: Le ribosome est un grand complexe de molécules d'ARN et de protéines. [4] Ils se composent chacun de deux sous-unités et agissent comme une chaîne de montage où l'ARN du noyau est utilisé pour synthétiser des protéines à partir d'acides aminés. Les ribosomes peuvent flotter librement ou être liés à une membrane (le réticulum endoplasmique rugueux chez les eucaryotes, ou la membrane cellulaire chez les procaryotes). [20]

De nombreuses cellules ont également des structures qui existent totalement ou partiellement à l'extérieur de la membrane cellulaire. Ces structures sont remarquables car elles ne sont pas protégées du milieu extérieur par la membrane cellulaire semi-perméable. Afin d'assembler ces structures, leurs composants doivent être transportés à travers la membrane cellulaire par des processus d'exportation.

Cell wall

De nombreux types de cellules procaryotes et eucaryotes ont une paroi cellulaire. La paroi cellulaire agit pour protéger la cellule mécaniquement et chimiquement de son environnement et constitue une couche de protection supplémentaire pour la membrane cellulaire. Différents types de cellules ont des parois cellulaires constituées de différents matériaux, les parois cellulaires végétales sont principalement constituées de cellulose, les parois cellulaires des champignons sont constituées de chitine et les parois cellulaires bactériennes sont constituées de peptidoglycane.

Procaryote

Capsule

Une capsule gélatineuse est présente dans certaines bactéries à l'extérieur de la membrane cellulaire et de la paroi cellulaire. La capsule peut être un polysaccharide comme dans les pneumocoques, les méningocoques ou un polypeptide comme Bacillus anthracis ou l'acide hyaluronique comme dans les streptocoques. Les capsules ne sont pas marquées par les protocoles de coloration normaux et peuvent être détectées à l'encre de Chine ou au bleu de méthyle, ce qui permet un contraste plus élevé entre les cellules pour l'observation. [21] : 87

Flagelles

Les flagelles sont des organites pour la mobilité cellulaire. Le flagelle bactérien s'étend du cytoplasme à travers la ou les membranes cellulaires et s'extrude à travers la paroi cellulaire. Ce sont des appendices filiformes longs et épais, de nature protéique. Un type différent de flagelle se trouve chez les archées et un autre type se trouve chez les eucaryotes.

Fimbriae

Un fimbria (pluriel fimbriae également connu sous le nom de pilus, pluriel pili) est un filament court et fin ressemblant à un cheveu qui se trouve à la surface des bactéries. Les fimbriae sont formées d'une protéine appelée piline (antigénique) et sont responsables de la fixation des bactéries à des récepteurs spécifiques sur les cellules humaines (adhésion cellulaire). Il existe des types particuliers de pili impliqués dans la conjugaison bactérienne.

Replication

La division cellulaire implique une seule cellule (appelée cellule mère) se divisant en deux cellules filles. Cela conduit à la croissance des organismes multicellulaires (croissance des tissus) et à la procréation (reproduction végétative) chez les organismes unicellulaires. Les cellules procaryotes se divisent par fission binaire, tandis que les cellules eucaryotes subissent généralement un processus de division nucléaire, appelé mitose, suivi d'une division de la cellule, appelée cytokinèse. Une cellule diploïde peut également subir une méiose pour produire des cellules haploïdes, généralement quatre. Les cellules haploïdes servent de gamètes dans les organismes multicellulaires, fusionnant pour former de nouvelles cellules diploïdes.

La réplication de l'ADN, ou le processus de duplication du génome d'une cellule [4], se produit toujours lorsqu'une cellule se divise par mitose ou fission binaire. Cela se produit pendant la phase S du cycle cellulaire.

Dans la méiose, l'ADN n'est répliqué qu'une seule fois, tandis que la cellule se divise deux fois. La réplication de l'ADN ne se produit qu'avant la méiose I. La réplication de l'ADN ne se produit pas lorsque les cellules se divisent pour la deuxième fois, lors de la méiose II. [22] La réplication, comme toutes les activités cellulaires, nécessite des protéines spécialisées pour effectuer le travail. [4]

Réparation de l'ADN

En général, les cellules de tous les organismes contiennent des systèmes enzymatiques qui analysent leur ADN à la recherche de dommages et effectuent des processus de réparation lorsque des dommages sont détectés. [23] Divers processus de réparation ont évolué dans des organismes allant des bactéries aux humains. La prévalence généralisée de ces processus de réparation indique l'importance de maintenir l'ADN cellulaire dans un état intact afin d'éviter la mort cellulaire ou les erreurs de réplication dues à des dommages qui pourraient conduire à une mutation. E. coli les bactéries sont un exemple bien étudié d'un organisme cellulaire avec divers processus de réparation de l'ADN bien définis. Ceux-ci incluent : (1) la réparation par excision de nucléotides, (2) la réparation des mésappariements d'ADN, (3) la jonction d'extrémités non homologues des cassures double brin, (4) la réparation par recombinaison et (5) la réparation dépendante de la lumière (photoréactivation).

Croissance et métabolisme

Entre les divisions cellulaires successives, les cellules se développent grâce au fonctionnement du métabolisme cellulaire. Le métabolisme cellulaire est le processus par lequel les cellules individuelles traitent les molécules nutritives. Le métabolisme comporte deux divisions distinctes : le catabolisme, dans lequel la cellule décompose des molécules complexes pour produire de l'énergie et de la puissance réductrice, et l'anabolisme, dans lequel la cellule utilise de l'énergie et de la puissance réductrice pour construire des molécules complexes et remplir d'autres fonctions biologiques. Les sucres complexes consommés par l'organisme peuvent être décomposés en molécules de sucre plus simples appelées monosaccharides comme le glucose. Une fois à l'intérieur de la cellule, le glucose est décomposé pour produire de l'adénosine triphosphate (ATP), [4] une molécule qui possède de l'énergie facilement disponible, par deux voies différentes.

Synthèse des protéines

Les cellules sont capables de synthétiser de nouvelles protéines, essentielles à la modulation et au maintien des activités cellulaires. Ce processus implique la formation de nouvelles molécules de protéines à partir de blocs de construction d'acides aminés sur la base d'informations codées dans l'ADN/l'ARN. La synthèse des protéines se compose généralement de deux étapes principales : la transcription et la traduction.

La transcription est le processus par lequel l'information génétique contenue dans l'ADN est utilisée pour produire un brin d'ARN complémentaire. Ce brin d'ARN est ensuite traité pour donner un ARN messager (ARNm), qui est libre de migrer à travers la cellule. Les molécules d'ARNm se lient à des complexes protéine-ARN appelés ribosomes situés dans le cytosol, où ils sont traduits en séquences polypeptidiques. Le ribosome médie la formation d'une séquence polypeptidique basée sur la séquence d'ARNm. La séquence d'ARNm est directement liée à la séquence polypeptidique en se liant à des molécules adaptatrices d'ARN de transfert (ARNt) dans des poches de liaison à l'intérieur du ribosome. Le nouveau polypeptide se replie ensuite en une molécule protéique tridimensionnelle fonctionnelle.

Motilité

Les organismes unicellulaires peuvent se déplacer pour trouver de la nourriture ou échapper aux prédateurs. Les mécanismes courants de mouvement comprennent les flagelles et les cils.

Dans les organismes multicellulaires, les cellules peuvent se déplacer au cours de processus tels que la cicatrisation des plaies, la réponse immunitaire et les métastases cancéreuses. Par exemple, dans la cicatrisation des plaies chez les animaux, les globules blancs se déplacent vers le site de la plaie pour tuer les micro-organismes qui causent l'infection. La motilité cellulaire implique de nombreux récepteurs, la réticulation, le regroupement, la liaison, l'adhésion, le moteur et d'autres protéines. [24] Le processus est divisé en trois étapes - la saillie du bord d'attaque de la cellule, l'adhérence du bord d'attaque et la désadhérence au corps et à l'arrière de la cellule et la contraction du cytosquelette pour tirer la cellule vers l'avant. Chaque étape est entraînée par des forces physiques générées par des segments uniques du cytosquelette. [25] [26]

Navigation, contrôle et communication

En août 2020. leur permettre de détecter les croisements de labyrinthes à venir avant de les atteindre, y compris dans les virages. [27] [28] [29]


Informations sur l'auteur

Affiliations

Department of Physiology and Biophysics, University of California, Irvine, CA, USA

Devon A. Lawson & Ryan T. Davis

Chao Family Comprehensive Cancer Center, University of California, Irvine, CA, USA

Devon A. Lawson & Kai Kessenbrock

Department of Biological Chemistry, University of California, Irvine, CA, USA

Kai Kessenbrock & Nicholas Pervolarakis

Center for Complex Biological Systems, University of California, Irvine, CA, USA

Department of Anatomy, and Helen Diller Comprehensive Cancer Center, University of California, San Francisco, CA, USA

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