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Gris drosophile / jaune


J'étudie la biologie par moi-même passant par Apprentissage à distance. J'essaie de résoudre le problème suivant depuis un certain temps maintenant et j'espère que vous pourrez m'aider. Comme il s'agit de "devoirs", j'apprécierais des conseils plutôt que des solutions.


La drosophile a un gène "corps jaune", $y$, sur le chromosome X. L'autre allèle dominant est "corps gris", $y^+$. En croisant des corps gris féminins avec des corps gris masculins, nous obtenons 50% de femelles grises, 22% de mâles gris et 28% de mâles jaunes.

Quel est le génotype des parents ?


Mon travail jusqu'à présent :

Le génotype doit être $Xy^+X?$ pour la femme et $Xy^+Y$ pour le mâle. Il y a deux cas à considérer : $?=y^+$ ou $?=y$. Dans le premier, on obtient $frac{3}{8}$ femelles grises et $frac{1}{8}$ femelles jaunes et $frac{2}{8}$ mâles gris et jaunes chacun; cela semble correct sauf pour les femelles jaunes. Dans ce dernier, nous obtenons deux fois plus de femelles jaunes.

Peut-être que le génotype XXyy (femelles jaunes) est mortel, mais cela n'aide pas à déterminer les génotypes des parents.

Si $? = y$ puis passage de $Xy^+mathbf{Xy} ; X ; mathbf{Xy^+}Y$ n'éliminerait pas les femelles jaunes.

Je ne connais pas d'autres effets à prendre en compte, donc je suis bloqué.

$ $

Si vous souhaitez suggérer des ressources (sites Web, manuels $ldots$) concernant ce sujet ou sur la biologie à ce niveau en général, je l'apprécierais beaucoup.

Merci.


Edit : j'aimerais ajouter une image pour toute personne ayant un problème similaire.


Puisque la drosophile a le même système de chromosomes sexuels que les êtres humains (mâles XY et femelles XX). Il est clair que la détermination du sexe est importante - aucune femelle n'a de corps jaune. C'est l'observation clé.

Parmi les mâles, vous avez un phénotype d'environ 50%/50% Y/y. Cela semble être un trait classique lié aux chromosomes sexuels. est-ce que cela aide? Je peux aller plus loin, mais cela devrait vous y amener.


Gènes mortels : signification et types | La génétique

Il a été observé que tous les gènes ou facteurs génétiques ne sont pas utiles à l'organisme. Il existe certains facteurs ou gènes génétiques, lorsqu'ils sont présents dans un organisme, provoquent sa mort au début du développement. Ils peuvent même entraîner la mort de l'individu en condition homozygote dominante ou homozygote récessive.

Un généticien français L. Cuenot (1905) a décrit l'hérédité de la couleur du corps de la souris. Il a découvert que la couleur du corps "jaune" dominait la couleur normale "brun" et était régie par un seul gène "8220Y". Il a été observé que les souris jaunes ne pouvaient jamais être obtenues à l'état homozygote.

Lorsque des souris à revêtement jaune ont été croisées avec une autre souris à revêtement jaune, une ségrégation pour la couleur du corps jaune et marron a été obtenue dans un rapport de 2:1. Les individus bruns étaient purs et homozygotes alors que les individus jaunes étaient hétérozygotes. Ces résultats peuvent s'expliquer par l'hypothèse que l'allèle dominant pour la couleur jaune du corps est létal à l'état homozygote.

(Hérédité de la couleur jaune chez la souris. Les souris à la couleur jaune sont toujours hétérozygotes.)

E. Baur (1907) a observé un gène mortel chez Snapdragon (Antirrhinum) et a découvert qu'il est caractérisé par des feuilles panachées. La variété “golden” sur autofécondation donne naissance à 2 types de progénitures, dorées et vertes dans un rapport de 2:1 au lieu de 3: 1. Les dorées sont hétérozygotes et les vertes se reproduisent vraies étant homozygotes récessives.

Types de gènes mortels :

Les gènes du léthel peuvent être classés dans les groupes suivants :

1. Récessif mortel :

La plupart des gènes létaux sont létaux récessifs. Il ne s'exprime que lorsqu'ils sont à l'état homozygote. La survie des hétérozygotes n'est pas affectée, par exemple la couleur du pelage chez la souris. Selon Cuenot, Castle et Little, l'allèle dominant Y est un létal récessif et il provoque la mort des embryons homozygotes YY à un stade précoce de développement.

2. Létal dominant :

Il existe des gènes létaux qui réduisent la viabilité même chez les hétérozygotes, sont dits létaux dominants. par exemple, le gène de l'épiloie chez les êtres humains. Cela provoque des malformations mentales, une croissance anormale de la peau et des tumeurs chez les hétérozygotes, par conséquent, ils meurent avant d'atteindre l'âge adulte. Les létaux dominants peuvent être produits à chaque génération par mutation.

3. Mortalité conditionnelle :

Les gènes létaux nécessitent une condition définie ou spécifique pour leur action létale sont dits létaux conditionnels. De nombreux mutants d'orge, de maïs, de Neurospora, de drosophile et de nombreux autres organismes sont appelés mutations sensibles à la température. Chacun d'eux a besoin d'une température définie, généralement élevée, pour exprimer son action mortelle.

Un mutant de la chlorophylle de l'orge permet un développement normal de la chlorophylle à une température de 19°C ou plus, mais il développe des albines ou des semis blancs anormaux à une température inférieure à 8°C. La température n'est pas seulement chargée de faire ressortir des létals conditionnels. Certains mortels conditionnels nécessitent de la lumière, de la nutrition, etc.

L'effet d'équilibrage entre deux létals différents dans un stock auto permanent est appelé système létal équilibré - Muller (1918). Les gènes létaux liés dans la phase de répulsion de la liaison sont dits létaux équilibrés. Ils sont maintenus en phase de répulsion en raison d'une liaison étroite. La traversée est très faible. En phase de répulsion, l'allèle récessif d'un gène et l'allèle dominant de l'autre gène sont présents dans le même chromosome.

L'accouplement entre individus hétérozygotes pour ces létaux équilibrés produira 4 types de zygotes. 1/4 sera homozygote pour le létal récessif et ne survivra pas. Un autre 1/4 des zygotes sera homozygote pour l'autre létal récessif et mourra.

La seule descendance qui survivra sera les hétérozygotes pour les 2 létals récessifs. Par conséquent, un système létal équilibré maintient les gènes étroitement liés aux gènes létaux dans un état hétérozygote permanent. Des effets mortels équilibrés sont observés chez la souris, l'œnothra, la drosophile, etc.

(Un système létal équilibré ayant 2 gènes létaux récessifs (l1 et moi2 ). Seuls 2 des 4 hétérozygotes survivent (l1L2/L1je2)

Certains gènes rendent les gamètes incapables de fécondation. De tels gènes sont dits létaux gamétiques. Parfois, le terme « pulsion méiotique » est utilisé pour décrire les létals gamétiques. La pulsion méiotique peut être appelée un mécanisme qui conduit à la production d'un nombre inégal de gamètes fonctionnels par un hétérozygote.

Il a été trouvé chez certains mâles de Drosophila pseudoobscura, ne produisent que la moitié de la quantité de sperme par rapport à un mâle normal. Lorsque ces mâles sont accouplés à des femelles normales, la plupart des descendants sont des femelles. Il démontre que les spermatozoïdes produits par ces mâles contiennent uniquement le chromosome ‘X’ et que leurs spermatozoïdes ayant le chromosome ‘Y’ ne sont pas fonctionnels.

Il peut être clarifié comme suit :

Sur la base de l'effet de survie, les gènes peuvent être regroupés en 5 classes :


Liens génétiques : caractéristiques, exemples, types et signification

Lorsque deux ou plusieurs caractères des parents sont transmis aux descendants de quelques générations telles que F1, F2, F3 etc. sans aucune recombinaison, ils sont appelés caractères liés et le phénomène est appelé liaison.

Il s'agit d'une dérogation au principe mendélien de l'assortiment indépendant.

La loi de Mendel de l'assortiment indépendant s'applique aux gènes situés dans des chromosomes séparés. Lorsque des gènes de caractères différents sont situés dans le même chromosome, ils sont liés les uns aux autres et sont dits liés.

Ils sont hérités ensemble par la progéniture et ne seront pas assortis indépendamment. Ainsi, la tendance de deux ou plusieurs gènes du même chromosome à rester ensemble dans le processus de transmission est appelée liaison. Bateson et Punnet (1906), alors qu'ils travaillaient avec le pois de senteur (Lathyrus odoratus) ont observé que la couleur des fleurs et la forme du pollen ont tendance à rester ensemble et ne s'assortissent pas indépendamment selon la loi de Mendel sur l'assortiment indépendant.

Lorsque deux variétés différentes de pois de senteur, l'une à fleurs rouges et à grain de pollen rond et l'autre à fleur bleue et à grain de pollen long ont été croisées, la F1 les plantes étaient à fleurs bleues avec un pollen long (les caractères bleus longs étaient respectivement dominants sur les caractères rouges et ronds). Lorsque ces hybrides bleus longs (hétérozygotes) ont été croisés avec des individus doublement récessifs rouges et ronds (homozygotes) (croisement d'essai), ils n'ont pas réussi à produire le rapport 1:1:1:1 attendu dans F2 génération. Celles-ci produisaient en fait quatre combinaisons dans le rapport 7 : 1 : 1 : 7 (7 bleus longs : 1 bleus ronds : 1 rouge longs : 7 rouges ronds) (Fig. 5.6).

Le résultat du test croisé ci-dessus indique clairement que les combinaisons parentales (bleu, long et rouge, rond) sont sept fois plus nombreuses que les combinaisons non parentales. Bateson et Punnet ont suggéré que les gènes (tels que B et L) provenant du même parent (BBLL × bbll) ont tendance à entrer dans le même gamète et à être hérités ensemble (couplage). De même, les gènes (B et 1) provenant de deux parents différents (tels que BBLL x bbll), ont tendance à entrer dans des gamètes différents et à être hérités séparément et indépendamment (répulsion).

Le point de vue de Morgan sur le lien :

Morgan (1910), alors qu'il travaillait sur la drosophile, a déclaré que le couplage et la répulsion sont deux aspects de la liaison. Il a défini la liaison comme la tendance des gènes, présents dans le même chromosome, à rester dans leur combinaison d'origine et à entrer ensemble dans le même gamète.

Les gènes situés sur le même chromosome et hérités ensemble sont appelés gènes liés, et les caractères contrôlés par ceux-ci sont appelés caractères liés. Leur fréquence de recombinaison est toujours inférieure à 50 %. Tous les gènes qui sont situés dans le chromosome unique forment un groupe de liaison. Le nombre total de groupes de liaison dans un organisme correspond au nombre de paires de chromosomes. Par exemple, il existe 23 groupes de liaison chez l'homme, 7 chez le pois de senteur et 4 chez Drosophila melanogaster.

Caractéristiques de la théorie des liens :

Morgan et Castle ont formulé ‘The Chromosome Theory of Linkage’.

Il présente les principales caractéristiques suivantes :

1. Les gènes qui montrent une liaison sont situés dans le même chromosome.

2. Les gènes sont disposés de manière linéaire dans le chromosome, c'est-à-dire que la liaison des gènes est linéaire.

3. La distance entre les gènes liés est inversement proportionnelle à la force de la liaison. Les gènes les plus proches montrent une forte liaison, tandis que ceux qui sont largement séparés ont plus de chance de se séparer par croisement (liaison faible).

4. Les gènes liés restent dans leur combinaison d'origine au cours de l'hérédité.

5. Les gènes liés présentent deux types d'arrangement sur le chromosome. Si les allèles dominants de deux ou plusieurs paires de gènes liés sont présents sur un chromosome et leurs allèles récessifs de tous sur l'autre homologue (AB/ab), cet arrangement est connu sous le nom d'arrangement cis. Cependant, si l'allèle dominant d'une paire et l'allèle récessif de la deuxième paire sont présents sur un chromosome et les allèles récessifs et dominants sur l'autre chromosome d'une paire homologue (Ab/aB), cet arrangement est appelé arrangement trans (Fig. 5.7) .

Exemples de liaison:

Le maïs fournit un bon exemple de liaison. Hutchinson a croisé une variété de maïs à graines colorées et pleines (CCSS) avec une variété à graines incolores et ratatinées (ccss). Le gène C pour la couleur est dominant sur son allèle c incolore et le gène S pour la graine complète est dominant sur ses allèles rétrécis. Tous les F1 les plantes produisaient des graines colorées et pleines. Mais dans une croix d'essai, quand un tel F1 les femelles (hétérozygotes) sont pollinisées par croisement avec le pollen d'une plante à graines incolores et rétrécies (double récessif), quatre types de graines sont produits (Fig. 5.8).

D'après le résultat indiqué ci-dessus, il est clair que les combinaisons parentales sont plus nombreuses (96,4 %) que la nouvelle combinaison (3,6 %). Cela indique clairement que les caractères parentaux sont liés entre eux. Leurs gènes sont situés dans le même chromosome et seulement chez 3,6% des individus, ces gènes sont séparés par croisement. Ceci est un exemple de couplage incomplet.

Morgan (1911) a croisé une drosophile de type sauvage ordinaire au corps gris et aux ailes longues (BB VV) avec une autre drosophile (type mutant) au corps noir et aux ailes vestigiales (bbvv). Tous les hybrides en F1 génération sont avec des corps gris et de longues ailes (BbVv), c'est-à-dire phénotypiquement comme le type sauvage des parents. Si maintenant un mâle de F, la génération (Bb Vv) est rétrocroisée avec une femelle double récessive (croix test) ayant un corps noir et des ailes vestigiales (bbvv) seules des combinaisons parentales se forment en F2 génération sans l'apparition de nouvelles combinaisons. Les résultats indiquent que le caractère gris du corps est hérité avec de longues ailes.

Cela implique que ces gènes sont liés entre eux. De même, le caractère du corps noir est associé à l'aile résiduelle. Étant donné que seules les combinaisons parentales de caractère apparaissent dans la progéniture de F2 génération et aucune combinaison nouvelle ou non parentale n'apparaît, cela montre un lien complet. Une liaison complète est observée chez les mâles drosophiles.

Types de liens :

Selon la présence ou l'absence de nouvelles combinaisons ou de combinaisons non parentales, le couplage peut être de deux types :

Si deux caractères ou plus sont hérités ensemble et apparaissent systématiquement dans deux générations ou plus dans leurs combinaisons d'origine ou parentales, on parle de liaison complète. Ces gènes ne produisent pas de combinaisons non parentales.

Les gènes montrant une liaison complète sont étroitement localisés dans le même chromosome. Les gènes du corps gris et des longues ailes chez la drosophile mâle montrent une liaison complète.

(ii) Lien incomplet :

Une liaison incomplète est présentée par les gènes qui produisent un certain pourcentage de combinaisons non parentales. Ces gènes sont situés à distance sur le chromosome. Elle est due à une rupture accidentelle ou occasionnelle de segments chromosomiques lors du croisement.

Importance du lien:

(i) La liaison joue un rôle important dans la détermination de la nature de la portée des programmes d'hybridation et de sélection.

(ii) La liaison réduit les chances de recombinaison des gènes et aide ainsi à maintenir ensemble les caractéristiques parentales. Il aide ainsi l'organisme à maintenir ses caractères parentaux, raciaux et autres. Pour cette raison, les sélectionneurs de plantes et d'animaux ont du mal à combiner divers caractères.


Suivi et gestion

Les mouches mâles et femelles peuvent être capturées dans des pièges appâtés avec des substances fermentées ou fermentantes. Les pièges pour la surveillance des DAT peuvent être facilement fabriqués à partir de gobelets de charcuterie en plastique ou d'autres récipients. Des vidéos sur la façon dont les pièges sont construits ont été produites par la NC State University et l'Oregon State University. Les tests de conception de pièges et de mélanges d'appâts sont en cours, mais les pièges faits maison bon marché sont les plus couramment utilisés. Initialement, les pièges de surveillance étaient appâtés avec du vinaigre de cidre de pomme, mais il a été démontré que les appâts à base de levure et de sucre et autres appâts et leurres attrapaient les mouches plus tôt que le vinaigre. Les appâts de levure et de sucre sont fabriqués en combinant 2 cuillères à soupe de levure et 4 cuillères à soupe de sucre et 32 ​​onces d'eau pour faire une bouillie. Les cartes autocollantes jaunes n'augmentent pas nécessairement les captures de pièges et peuvent rendre l'identification de la DAT plus difficile. Les pièges doivent être vérifiés au moins une fois par semaine.

Piège DAT appâté avec de la levure et du lisier de sucre. Photo : Hannah Burrack[/légende]

Les traitements pour prévenir l'infestation de la DAT sont recommandés pour les producteurs commerciaux, car il n'y a pas de tolérance à la DAT dans les fruits commercialisés. Le Southern Region Small Fruit Consortium produit des guides IPM mis à jour chaque année qui contiennent des recommandations adaptées à la région. Consultez le personnel de vulgarisation local pour les recommandations actuelles pour votre région.


Alimentation et élevage

Dans la nature, les mouches des fruits se nourrissent de levures, de bactéries et de matières végétales dans les fruits mûrs ou en décomposition. Dans le laboratoire, Drosophile media se compose généralement d'une base de semoule de maïs/levure/agar complétée par divers glucides et conservateurs (voir http://flystocks.bio.indiana.edu/Fly_Work/media-recipes/media-recipes.htm pour les variantes de recettes). La fermeté de la nourriture peut être ajustée avec des quantités variables d'agar en fonction de la santé de la souche et du niveau d'activité larvaire. Les ingrédients sont généralement mélangés avec de l'eau, bouillis, versés chauds dans des flacons ou des bouteilles, puis laissés refroidir pour créer un bouchon solide de nourriture au fond du récipient. Certains aliments instantanés pour mouches disponibles dans le commerce (à base de flocons de pomme de terre) sont simplement mélangés avec de l'eau directement dans le flacon de culture. Les mouches adultes sont transférées dans le récipient (qui est recouvert d'un bouchon de coton ou de mousse), où elles pondent des œufs à la surface de la nourriture. Lorsque les œufs éclosent en larves, les larves s'enfouissent dans la nourriture et progressent à travers les stades larvaires jusqu'à ce qu'elles soient prêtes à subir une métamorphose. En tant que larves « errantes » du troisième stade larvaire, elles rampent hors de la nourriture et se pupifient le long du côté du récipient. Actuellement, il n'existe aucune méthode efficace pour congeler et récupérer les mouches adultes ou les larves, de sorte que l'approche typique pour maintenir les lignes de mouches est le transfert continu des mouches adultes vers des milieux frais. Il est recommandé de transférer fréquemment les mouches vers de nouveaux aliments (une fois toutes les 2 à 3 semaines) pour éviter la contamination par les bactéries/moisissures et l'accumulation d'acariens. Cependant, ce délai est généralement prolongé pour les souches qui ne sont pas activement utilisées en les maintenant à 18°.


Informations sur l'auteur

Affiliations

Département de biologie moléculaire, cellulaire et du développement, Université de Californie, Los Angeles, Californie 90095, États-Unis

Jiwon Shim, Tina Mukherjee et Utpal Banerjee

Institut de biologie moléculaire, Université de Californie, Los Angeles, Californie 90095, États-Unis

Département de chimie biologique, Université de Californie, Los Angeles, Californie 90095, États-Unis

Eli et Edythe Broad Center of Regenerative Medicine and Stem Cell Research, Université de Californie, Los Angeles, Californie 90095, États-Unis


Renseignements à l'appui

Données S1. Valeurs numériques pour les chiffres.

Les onglets fournissent les valeurs numériques pour les figures 2, 3 et 4 et les fichiers de support S2, S4, S5, S6 et S7.

Données S2. Les contigs métagénomiques.

Les contigs métagénomiques bruts dérivés de Trinity [50], Trinity avec des données normalisées et Oases [51] avec des données normalisées, sont fournis au format fasta. La majorité des contigs sont susceptibles de dériver de Drosophile et le microbiote associé. Les contigs ne sont pas organisés et sont susceptibles d'inclure des assemblages chimériques. En tant que tels, ils ne peuvent pas être soumis à Genbank et doivent être traités avec prudence.

Données S3. Alignements de virus.

Les alignements de séquences de protéines utilisés pour générer les arbres présentés dans les figures 1 et S3 sont fournis au format nexus, avec les commandes MrBayes utilisées pour effectuer les analyses.

Données S4. Fichiers de l'arborescence des virus.

Les arbres de crédibilité de clade maximum avec support postérieur bayésien sont fournis au format BEAST nexus, adaptés à l'affichage avec FigTree.

Données S5. Lectures dérivées de virus dans des ensembles de données d'ARN accessibles au public.

Le fichier texte séparé par des tabulations contient le nombre de lectures de petits ARN et d'ARN-seq dérivés de virus à partir de 9 656 ensembles de données « run » de séquençage accessibles au public (téléchargés à partir de l'European Nucleotide Archive le 9 mai 2015). Jusqu'à 2 millions de lectures (en lecture directe uniquement, si appariées) ont été mappées pour chaque ensemble de données. Les ensembles de données sans lectures mappables ont été exclus.

Données S6. Séquences de type virus identifiées par l'assemblage de novo de lectures publiques.

Des contigs ressemblant à des virus assemblés de novo à partir de données accessibles au public . melanogaster Ensembles de données RNAseq (qui ne peuvent pas être soumis à Genbank), y compris le virus Brandeis, le virus Berkeley, une séquence de type Totivirus et plusieurs séquences de type réovirus.

Données S7. Alignements de population et fichiers BEAST.

Alignements et modèles BEAST au format BEAST xml pour les figures 6 et S13.

Données S8. Arbres de crédibilité de clade maximum.

Résumés postérieurs de la sortie BEAST pour les figures 6 et S7 (postérieures déduites conjointement sur deux passages indépendants).

Données S9. Analyse et sortie FUBAR.

Fichiers batch de commandes FUBAR (HyPhy) et sortie. Les alignements étaient ceux fournis dans les données S7, et les arbres étaient ceux fournis dans les données S8.

S1 Fig. Sources de lectures mappables.

La proportion de RNAseq et petit (17-29nt) lit cette carte à caractérisé . melanogaster éléments transposables, Drosophile miARN, le reste des . melanogaster génome, Wolbachia et d'autres bactéries, les quatre virus « classiques » (DAV, DCV, DMelSV et Nora Virus), les nouveaux virus nommés, d'autres virus candidats BLAST et les virus candidats siRNA. Les nombres excluent les lectures non mappées et le mappage des lectures vers Drosophile séquences ribosomiques. EIKST fait référence aux pools métagénomiques ou à leurs mélanges, « BGI » et « EG » indiquent que le séquençage a été effectué par le Beijing Genomics Institute ou Edinburgh Genomics (respectivement), « HD » indique l'utilisation d'adaptateurs de ligature « haute définition » pour le séquençage de petits ARN , « RM » et « RZ » indiquent l'utilisation de la déplétion de l'ARNr par RiboMinus ou Ribo-Zero, et « DSN » indique la normalisation de la nucléase double brin. Les données de dénombrement brutes sont fournies dans le tableau S1.

S2 Fig. Quantification des virus dans les pools métagénomiques par qRT-PCR.

Quantification de l'ARN pour DCV, DAV, Nora Virus, DMelSV, Thika Virus, Motts Mill Virus, Torrey Pines Virus, Newfield Virus, Twyford Virus, La Jolla Virus et Craigie's Hill Virus présents dans chacun des cinq pools métagénomiques E, I, K, S, et T, quantifiés par qRT-PCR par rapport à la Drosophile gène de la protéine ribosomique RpL32. Notez que DCV et Twyford Virus étaient chacun détectables dans un seul pool. Les barres d'erreur représentent des intervalles de crédibilité de 80 % pour les moyennes, sur la base de deux ou trois répétitions par échantillon et en supposant les efficacités déduites des séries de dilution (texte S2). La présence/absence de virus s'accorde bien avec les petites données d'ARN (Fig S1) mais la quantification qRT-PCR peut ne pas être fiable étant donné la grande diversité de séquences dans ces pools de virus. Les données CT brutes sont fournies dans les données S1.

S3 Fig. Arbres phylogénétiques avec numéros de support et d'accession.

Arbres de crédibilité de clade maximum enracinés au milieu montrant la relation inférée entre le nouveau et le déjà connu Drosophile–les virus associés (rouge), les virus précédemment publiés d'autres taxons (noir) et les séquences des Transcriptome Shotgun Assemblies (bleu). Le support postérieur bayésien est indiqué pour les nœuds de second ordre ci-dessus et lorsque l'espace le permet, et l'échelle est donnée en substitutions d'acides aminés par site. Les identifiants d'acide nucléique ou de protéine Genbank sont donnés après chaque séquence. (A) Virus Craigie's Hill et Nodavirus (B) Virus Kilifi, Virus Thika, DCV et Dicistrovirus (C) Virus Bloomfield, Virus Torrey Pines et Réovirus (D) Virus Newfield, DAV et Permutotétravirus (E) Virus Galbut et TSA séquences (F) Virus La Jolla, Virus Twyford et un iflavirus étroitement apparenté (G) Virus Motts Mill, Sobemovirus et Polérovirus (H) Virus Charvil et Flavivirus (I) Virus Dansoman et virus apparentés au Virus de la paralysie chronique des abeilles (J) Virus Chaq et séquences TSA (K) Virus Brandeis et Negevirus apparentés (L) Virus Berkeley, DCV et une sélection de séquences Picornavirales (M) Partitivirus (N) Bunyavirus (O) Virus Kallithea et Nudivirus (Notez que . innubila Le nudivirus [56] est exclu car les loci pertinents ne sont pas disponibles). Les alignements sont fournis dans les données S3 et les arbres de crédibilité maximale du clade sont fournis dans les données S4.

S4 Fig. Répétabilité des distributions de petites tailles d'ARN et de la composition des bases.

Les graphiques à barres montrent la distribution de la taille des petits ARN (17 à 29 nt) pour les virus sélectionnés (colonnes) séparés dans les 14 bibliothèques de séquençage différentes (lignes). Les barres tracées au-dessus du X-axis représentent le mappage des lectures sur le brin positif et ceux ci-dessous représentent le mappage des lectures sur le brin négatif. Les barres sont colorées en fonction de la proportion de lectures avec chaque base 5′ (A-vert, C-bleu, G-jaune, U-rouge). Le nombre approximatif de lectures pour chaque virus dans chaque pool est indiqué en médaillon, et seuls les virus qui ont eu >100 petites lectures d'ARN dans ce pool sont affichés. Les paires de lignes montrent des réplicats techniques et sont étiquetées par pool métagénomique (E, I, K, S, T) ou par mélange de pool. Pour les pools mixtes (fond bleu), les lectures des rangées inférieures ont été séquencées par Edinburgh Genomics après une étape d'oxydation (pour réduire la représentation des miARN) et les rangées supérieures par BGI sans étape d'oxydation. Pour les pools non mélangés (fond blanc), les lectures des rangées inférieures ont été séquencées en utilisant un protocole de ligature « Haute Définition » (tous deux sans oxydation). Notez que le nombre relatif de lectures plus longues (23 à 27 nt) observées dans le DCV, le virus Nora, le virus Kilifi et le virus Thika semble être réduit en présence d'une étape d'oxydation, tout comme le nombre de lectures de miARN de Kallithea. Les données de comptage brutes pour ce chiffre sont fournies dans les données S1.

S5 Fig. Composition des bases de petits ARN par position.

Les tracés du «logo de séquence» de la partie A montrent une composition de base biaisée le long de la longueur des petits ARN dérivés du virus, où la taille relative des lettres indique la fréquence de base parmi les lectures à cette position, et la hauteur totale représente le contenu de l'information (qui quantifie le biais loin de fréquences égales). Pour chaque virus, seule la longueur de lecture la plus courante est affichée et les lectures sont combinées dans toutes les bibliothèques de séquençage. Notez que la plupart des virus présentent un petit biais vers A et U (tracé comme T) à la base 5', tandis que le virus de Twyford est biaisé vers U aux positions 5' et 3'. Les lectures de 22 nt du virus à ADN de Kallithea sont dominées par le miARN ATATTTGTAGTGGCATTAATTG. Les tracés du « logo de séquence » de la partie B montrent une composition de base biaisée parmi les mésappariements viARN-génome dans les viARN 22 nt et 23 nt du virus Twyford (KP714075), indiquant que de nombreux résidus 3′U ne sont pas modélisés. Les données de comptage brutes pour ce chiffre sont fournies dans les données S1.

S6 Fig. Petite taille d'ARN et composition en bases pour les virus candidats à l'ARNsi.

Les diagrammes à barres montrent la distribution de la taille des petits ARN (17 à 29 nt) pour les loci candidats à l'ARNsi sans nom qui ont >80 petites lectures d'ARN. L'encart est le nombre total de petites lectures d'ARN additionnées dans toutes les bibliothèques. Les barres tracées au-dessus du X-axis représentent le mappage des lectures sur le brin positif et les barres sous le X-axis représente le mappage des lectures sur le brin négatif. Les barres sont colorées en fonction de la proportion de lectures avec chaque base 5′ (A-vert, C-bleu, G-jaune, U-rouge). Tous culminent à 21 nt et montrent la composition de base 5′ attendue (un léger biais contre G), à l'exception du siRNA Candidat 14 (KP757950) qui montre le pic riche en U de 22-23 nt 5′ observé dans le virus Twyford (KP714075) . Les données de comptage sont fournies dans les données S1.

S7 Fig. Production d'ARN relativement petite.

Pour quantifier les différences dans la vitesse à laquelle les petits ARN sont générés à partir de différents virus, nous avons calculé la production relative de viARN pour chacun des 16 virus différents dans les pools de séquençage métagénomique ST et EIK. Les barres montrent le rapport entre le nombre relatif de petits ARN de 21 à 23 nt cartographiés pour chaque virus (normalisé par le nombre de lectures de l'abondant Drosophile miARN miR-34-5p) et le nombre de lectures d'ARN-seq de virus (par rapport aux lectures de RNAseq non virales, à l'exclusion des lectures d'ARNr). Les rapports ont ensuite été normalisés au taux le plus bas (virus Kilifi dans l'échantillon EIK) pour donner des taux relatifs, de sorte que 10 4 fois plus de viARN sont dérivés du DMelSV que du virus Kilifi. Lorsque les virus étaient présents à la fois dans les pools EIK et ST, la corrélation entre les deux ensembles de données est élevée (coefficient de corrélation de rang >0.99), ce qui suggère que cette variation est reproductible. Les données normalisées sont fournies dans les données S1.

S8 Fig. Distribution du virus dans les ensembles de données d'ARN accessibles au public.

La grille montre la proportion de lectures de chacun des 3 144 ensembles de données RNAseq et petits ARN disponibles publiquement de Drosophile et Drosophile culture cellulaire (axe vertical) qui correspond aux virus (axe horizontal). Seuls les ensembles de données contenant au moins un virus présent à ≥ 100 lectures virales par million de lectures totales ont été inclus, et seuls les virus présents dans au moins un ensemble de données à ≥ 100 lectures virales par million de lectures totales ont été inclus. Notez que différentes parties des virus segmentés coexistent généralement dans les ensembles de données, ce qui nous a permis d'associer provisoirement les séquences candidates siRNA avec les séquences candidates BLAST (par exemple, les Nodavirus et le virus Bloomfield). Les virus de DAV à Drosophila melanogaster Birnavirus ont été signalés précédemment, les autres sont nouvellement décrits ici. Les comptes sont fournis dans les données S5.

S9 Fig. Répartition des virus dans les zones largement utilisées Drosophile cultures cellulaires.

Un seul jeu de données RNAseq exemplaire a été sélectionné pour chacun des 26 Drosophile lignées de culture cellulaire, et toutes les lectures directes ont été mappées sur des virus. Vingt-quatre des ensembles de données ont été extraits du séquençage de cultures cellulaires ModEncode [82], et deux qui n'étaient pas disponibles (OSS et Kc167) ont été extraits des ensembles de données SRR070269 et SRR500470. L'échelle de couleurs illustre la fraction de lectures d'origine virale (lectures de virus par million de lectures totales) et les virus sont triés par ordre croissant de fraction de lecture virale (de ML-DmD32 avec <1% de lectures virales, à ML-DmBG1-c1 avec environ 50 % de lectures virales). Notez que la population virale est susceptible de différer entre les différentes sous-cultures, et ces valeurs ne doivent être considérées qu'à titre indicatif. Les comptes sont fournis dans les données S5.

S10 Fig. Prévalence du virus par population.

Les graphiques montrent le virus et Wolbachia prévalence dans . melanogaster et . simulant pour chacun des 17 endroits où les mouches ont été recueillies. Les valeurs sont des estimations du maximum de vraisemblance avec 2 intervalles de probabilité logarithmique et sont tracées sur une échelle logarithmique. Lorsqu'aucune barre ou intervalle de confiance n'est fourni, aucune mouche de cette espèce n'a été échantillonnée. Les détails de l'emplacement et la prévalence de la population sont fournis dans le tableau S4.

S11 Fig. Taux d'infection multiple et de co-infection.

Les panneaux (A) et (B) montrent le pourcentage de . melanogaster et . simulant porteur d'au moins un des virus étudiés. Les barres sont des estimations de vraisemblance maximale avec 2 intervalles de vraisemblance. Les barres colorées représentent les porteurs des virus DAV, DCV, Nora, DMelSV, Twyford, La Jolla, Kallithea, Dansoman, Torrey Pines, Craigie's Hill, Thika, Newfield, Bloomfield ou Motts Mill (mais à l'exclusion des virus candidats à l'ARNsi à haute prévalence) les barres grises montrent la forte augmentation de la prévalence globale si les virus candidats à l'ARNsi (virus Galbut et virus Chaq) sont inclus. Les barres manquantes indiquent que l'espèce hôte était absente du lieu de collecte (pour les détails de la collecte et la prévalence, voir le tableau S4). Les panneaux (C) et (E) montrent la proportion de virus sans virus et multi-infectés . melanogaster lorsque le virus Galbut et le virus Chaq sont exclus (C) ou inclus (E), tandis que (D) et (F) montrent les graphiques équivalents pour . simulant. Les panels (C-F) sont calculés à l'aide d'essais sur une seule mouche uniquement (pas en vrac) et sont des moyennes entre les populations.

S12 Fig. Corrélation entre Wolbachia et la prévalence du virus.

Chaque graphique montre la corrélation entre le virus nommé et Wolbachia en prévalence, dans les populations échantillonnées. L'encart sont des coefficients de corrélation de rang, et une régression linéaire simple (virus

Wolbachia) pour illustration. L'analyse ne tient compte d'aucune autocorrélation spatiale de la prévalence et ne corrige pas les tests multiples. Les points sont colorés par emplacement (voir les figures S10 et S11 pour les couleurs) et tracés avec 2 intervalles de log-vraisemblance. « importance » nominale à p < 0,05 est indiqué par des astérisques. Les valeurs sont fournies dans le tableau S4.

S13 Fig. Propriétés évolutives de Drosophile virus.

Chaque panneau montre des estimations de paramètres de l'évolution virale pour les onze virus à ARN pour lesquels des données de séquence suffisantes étaient disponibles. Les panels sont (A) le taux de mutation, (B) la date de l'ancêtre commun le plus récent, (C) la plage de mouvement entre les régions géographiques (définies comme les continents et le laboratoire), (D) le taux de commutation entre . melanogaster et . simulant, et (E) les taux relatifs des synonymes (dS) et non synonyme (dN) remplacement (dN-dS > 0 implique une sélection positive). For panels A–D points are the median of the posterior sample and 95% credibility intervals, panel E shows the median and range across codons. For all viruses except DAV and Nora Virus, a strong prior was placed on mutation rate (Panel A, grey box), and mutation rates and MRCA dates were inferred separately for each alignment block. The underlying BEAST XML files (including alignments and model specifications) are provided, along with the resulting mcc tree files and summaries of posterior distributions, in S7 Data and S8 Data. The underlying FUBAR batch files and per-site parameter estimates are provided in S9 Data.

S14 Fig. dN/dS in DAV and Nora Virus.

Point estimates of dN/dS are shown for each codon in open reading frames of DAV and Nora Virus (ratios of the posterior estimates, not the posterior estimates of the ratios). Bar colours illustrate posterior support that the site is constrained (blue for strong support that dN < dS) or positively selected (red for strong support that dN > dS). Positions coloured grey have little support for either positive selection or constraint. The dashed horizontal line indicates neutrality (dN = dS), so that bars higher than this are candidate sites for positive selection. The solid horizontal line shows the mean of the dN/dS estimates for that open reading frame. dN/dS estimates greater than 3 have been truncated to 3 for clarity. FUBAR batch files and parameter estimates are provided in S9 Data.

S1 Table. Sources of all metagenomic reads.

Counts of raw metagenomic reads mapping to Drosophile, bacteria, and viruses.

S2 Table. Detailed description of new viruses.

Detailed descriptions of BLAST-candidate virus fragments and named siRNA-candidate viruses.

S3 Table. Potential binding sites for Kallithea Virus miRNA.

Potential miRNA binding sites in . melanogaster 3′ UTRs predicted by miRanda, and Gene Ontology enrichment analyses for genes with a miRanda score >150.

S4 Table. Survey collection details, locations, and virus prevalence.

Collection data (sample sizes, city, country, latitude and longitude, date) and virus prevalence for each species at each location (maximum likelihood estimate with 2 log-likelihood confidence intervals, all rounded to two significant figures).

S1 Text. Evidence for a micro-RNA in Kallithea Virus.

Output from the software package mirDeep [76] showing the proposed pre-miRNA hairpin, read numbers, and predicted folding pattern and energy. Reads are summed across all small-RNA libraries.

S2 Text. PCR and qPCR primers and conditions.


Gene Linkage & Chromosome Maps

Thomas Hunt Morgan studied fruit flies and found that in some crosses, expected outcomes weren't happening. Further experiments confirmed that alleles located on the same chromosome are inherited together.

*Mendel's dihybrid cross AaBb x AaBb would not have yielded a 9:3:3:1 ratio if he had chosen alleles located on the same chromosomes.

A common cross used to demonstrate linkage groups is the cross of a heterozygote wild type vestigial wings/ black body with a recessive mutant.

The cross would look like this

vg+ vg bl+ bl x vg vg bl bl

It may be easier at this point to use the older notation for letters, where the cross would look like AaBb x aabb

There are two possible arrangements for the heterozygote (AaBb) in the above cross.

If the dominant alleles are on different chromosomes (Ab) then it is called TRANS
If the dominant alleles AB are on the same chromosome, it is called a CIS arrangement

Cross produces: 50% wild type / 50 % mutant

If no crossing over has occurred, the outcome will always be 1:1, however this is not what Thomas Hunt Morgan observed.

Attendu Observé
Type sauvage 50 33
Mutant 50 33
Vestigial Wings, Wild 0 17
Wild, Black Body 0 17

Question: How would you explain these results?

Answer: The two offspring that did not look like either parent are called recombinants. They are a result of CROSS-OVER which occurred during meiosis, the alleles switch position.

Using this methodology, the chromosomes of the fruit fly were mapped. Each MAP UNIT represents how far apart the alleles are on the chromosome, the number is based on how often crossing over occurs.

Chromosome 2 on Drosophila Melanogaster (fruit fly)

Questions pratiques

1. A dumpy winged (dd) fruit fly with long aristae (AA) is crossed with a long winged (Dd) short aristae (aa). Show the cross and the phenotypic proportions.

2. A fruit fly with short legs (ll) and vestigial wings (ww) is crossed with one that is heterozygous for both traits. Assuming the dominant alleles are on separate chromosomes, show the cross and the expected phenotypic proportions.

3. In fruit flies, red eyes is a dominant allele located on the X chromosome. The recessive condition results in white eyes. The tan body trait is also X-linked and is dominant to yellow bodies. A female who is heterozygous both traits with the dominant alleles located on the same chromosome is crossed with a white eyed, yellow bodied male. Show the cross and the phenotypic proportions (Don't forget these traits are X-linked!)

In pea plants, flower color and pollen shape are located on the same chromosome. A plant with purple flowers and long pollen (AaBb) is crossed with one that is recessive for both traits (aabb).

The results are as follows:


a) Are the chromosomes of the AaBb parent in the cis or trans position? Sketch a punnett square showing the expected offspring.


Activités

The following is a concise list of the genetics vocabulary and Drosophile notation used in this activity.

gene A unit of hereditary information consisting of DNA.

allèle L'une des formes alternatives d'un gène.

phénotype The traits of an organism that are expressed.

génotype The genetic makeup of an organism.

homozygote Having two identical alleles for a particular trait.

hétérozygote Avoir deux allèles différents pour un trait particulier.

allèle dominant In a heterozygous condition, the allele that is expressed.

allèle récessif In a heterozygous condition, the allele that is not expressed.

type sauvage An individual having the normal phenotype that is, the phenotype generally found in a natural population of organisms.

mutant An individual having a phenotype that differs from the normal phenotype.

  • Wild type is designated with a “+” for any allele.
  • Mutations are designated by a letter or letters related to the phenotype of the mutation.
  • Recessively inherited mutations are written in lowercase letters.
  • Dominantly inherited mutations are capitalized.
  • X-linked mutations are written as superscripts to X chromosomes (e.g., X w ). The Y chromosomes are also listed for males.
  • A written genotype lists the two alleles separated by a slash (e.g., +/vg).
  • genetic inheritance
  • biologie du développement
  • human health problems (e.g., alcoholism)

  1. Have students open the student pages on their computers, or hand out hard copies.
  2. Project the image of the two wild-type flies (image “A”).
    • Have students read the text and answer the questions about the wild-type flies.
    • Lead a discussion about what they observed, then introduce the idea of phénotype.
    • Congratulate any students who realized the flies are male and female. Tell them that the fly with the darker pigmentation at the tip of its abdomen is the male.
  3. Project image “B,” a wild-type fly paired with a vestigial mutant. (Don’t tell them the name of the mutant fly until they have made their observations.)
    • Have students compare the two flies and fill out the description columns in their table.
    • Tell students that the phenotype of this fly is “vestigial” because of its stubby wings, and let them record that.
  4. Repeat #3 with each of the remaining sets of flies.

REMARQUE: the final mutant fly, white eyes, is an easy phenotype to see, but the inheritance pattern (X-linked) is best used with advanced students. For an introductory lesson, you may wish to skip this fly.

  • Remind students that, with a dominant mutation, an individual can have two possible genotypes.
  • If you include the white-eyed fly, students will need to be introduced to the concept of sex-linked characteristics, and they must consider the genotype of both male and female flies.

For nearly 100 years, the fruit fly Drosophila melanogaster has played a pivotal role in genetics and molecular biology research. In this activity, we have selected fly mutants with easily seen variations and used them as a springboard to help students learn about phenotype, genotype, and genetic inheritance patterns.

Male and female wild-type flies
The male and female differ somewhat in appearance. One difference that can be easily seen in the photomicrographs is that the male has darker pigmentation at the tip of its abdomen. (Other differences are that the tip of the male’s abdomen is rounded while the female’s is pointed, and males have “sex combs,” areas of dark bristles on their front legs that females don’t have. But it’s difficult to see these differences in the images.)

Phenotype and genotype
Phénotype, the physical trait, is determined by the génotype, or genetic makeup of the organism. Single-gene traits are determined by two alleles, one of which is inherited from the mother and the other from the father. A phenotype is a description, whereas the genotype is, in this case, a pair of alleles where each allele may be the same (homozygous, e.g., +/+, vg/vg), or different (heterozygous, e.g., +/vg Cy/+).

Inheritance patterns
When two copies of the same allele are required to express a particular phenotype, we say that the inheritance pattern for that trait is récessif. For example, the vestigial phenotype is recessively inherited. The genotype of a vestigial fly must be vg/vg. Other recessive mutants in this activity are eyeless and ebony. An example of a human trait that is likely inherited in a recessive fashion is that for widow’s peak (a person’s hairline coming to a point at the top of the forehead). When only one allele is required to express a trait, as is the case with the curly-winged mutation, its inheritance pattern is dominant. The genotype of a curly-winged fly could be Cy/+ or Cy/Cy. An example of a dominantly inherited trait in humans is that for achondroplasia, a form of dwarfism.

Genotype of a wild-type fly
When we observe a fly that is wild type in appearance, and we’re considering its genotype, we don’t really know if it’s homozygous or heterozygous for a recessive mutation. It may carry one allele that is wild type, for example, for body color, and one that is recessive, for example, the ebony allele. Because ebony is inherited recessively, we know that the wild-type fly must have at least one allele that is wild type for body color. We could discover its genotype by doing a genetic cross with a recessive homozygote, in this example, an ebony fly. This idea is covered in the activity Genetic Crosses.

X-linked mutations
The white-eyed mutation was the first fly mutation discovered. C'est un lié à l'X, ou sex-linked, mutation. As in humans, flies that carry two X chromosomes are female, and flies that carry one X and one Y are male. In fruit flies, the Y chromosome is structurally different from the X chromosome, and it doesn’t carry genes that are complementary to those on the X, so any gene that is on the X in a male will be expressed, while the regular rules of dominant and recessive inheritance apply to female flies because they carry two X chromosomes. A white-eyed male must have the white mutation on its single X chromosome. In a female fly, the white mutation is inherited recessively, so two copies of the white mutation are necessary to produce a white-eyed female.

Supported by a Science Education Partnership Award (SEPA) from the National Center for Research Resources, National Institutes of Health, et le David and Lucile Packard Foundation.


Christine E. Gray, Ph.D.

Christine E. Gray, Ph.D., is a molecular geneticist with an interest in mechanisms of gene regulation and development. Much of her research involved the identification and initial characterization of a CTCF-like protein in both Aedes aegypti (the primary vector of both yellow fever and dengue fever) and Anopheles gambiae (the principal vector of malaria). CTCF is a well-known insulator binding protein in vertebrates, and its mosquito homologue may provide a useful means to increase the efficiency of the process used to make transgenic mosquitoes.

Transgenic mosquitoes are made for two key reasons: to learn more about key mosquito genes involved in the natural transmission of pathogens and to potentially create mosquito strains that are unable to transmit pathogens such as viruses, filarial worms and protozoans.

At St. Mary’s, Gray is working with an undergraduate MARC student to assess confirmed CTCF binding sites from Anopheles gambiae for insulator function in a cell culture assay. In a separate project, she is working with several undergraduates on a project to investigate the mechanism for a phenomenon known as cytoplasmic incompatibility (CI) in fruit flies (Drosophila). CI results when specific bacteria (Wolbachia) infect the tissues of insects. These bacteria are then passed very efficiently from mother to offspring, while uninfected females who mate with infected males are essentially sterile.

Gray hopes that greater understanding of this natural phenomenon might enable others to utilize Wolbachia as part of a strategy to reduce the ability of insect vectors of disease to transmit pathogens.

In 2015, she was recognized by the St. Mary’s University Alumni Association by receiving the Distinguished Faculty Award.


Voir la vidéo: Drosophila melanogaster: Handling.. UPV (Janvier 2022).