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Purification d'oligonucléotides avec dessalage


J'ai commandé des oligonucléotides de 36 pb qui s'hybrident les uns aux autres et créent des extrémités collantes à cloner dans un vecteur par la suite. J'ai essayé le clonage plusieurs fois avec différentes méthodes et j'ai échoué. Maintenant, j'ai commencé à penser que mes oligos sont en fait plus courts que 36 nt, car le dessalage n'est pas une méthode efficace et la plupart de mes oligos ne créent pas d'extrémités collantes complètes lorsqu'ils s'hybrident les uns aux autres. Je crois que j'ai aussi trouvé un soutien pour cela. Alors, dans quelle mesure est-il possible que la plupart de mes oligos soient en réalité plus courts que 36 nt ? Est-ce un bon dépannage ou les oligos de 36 nt qui ne sont pas purifiés avec une méthode plus efficace ne devraient pas vraiment créer de problème ?


Les oligos d'entreprises bien connues sont assez bons à ma connaissance. Les problèmes commencent après 100 à 300 pb de fragments d'oligos/dsADN.

Ce que je suggère, c'est de PCRing votre vecteur comme ça:

Amorce F : ------------------------------------ vecteur : =======|v site pour insert de 36 pb v|======== ==… En amont En aval ______----------------- : amorce R Légende : __ partie de l'hybridation de l'amorce au vecteur -- partie qui est votre insert d'intérêt

Ensuite, vous pouvez simplement transformer cette PCR en e. coli, qui scellera deux entailles ensemble et propagera votre vecteur. Le traitement de votre réaction PCR avec l'enzyme Dpn garantira que tout l'ADN matrice est éliminé.


Purification d'oligonucléotides avec dessalage - Biologie

Après l'achèvement des réactions de synthèse d'oligo, l'oligo terminé est clivé du support solide et déprotégé, ceci est accompli en ajoutant de l'ammoniac concentré à la colonne à 55 °C pendant la nuit. Le produit final du processus de synthèse est un mélange de l'oligo souhaité, des séquences tronquées et des groupes protecteurs clivés. La purification de l'oligo est nécessaire pour éliminer les sous-produits de la réaction de synthèse et augmenter la concentration de l'oligo complet. Il existe deux options de purification et la meilleure dépend de l'application en aval de l'oligonucléotide.

Le dessalage est effectué pour éliminer les sous-produits indésirables des procédures de synthèse, de clivage et de déprotection. Une fois qu'un oligo a été dessalé, il peut être utilisé pour la plupart des applications de biologie moléculaire telles que la PCR. En général, le dessalage est acceptable pour les oligos de moins de 35 bases de longueur, car l'oligo pleine longueur sera le produit le plus abondant. REMARQUE : Le dessalage ne supprime PAS les oligonucléotides tronqués.

Purification de cartouche en phase inverse (RP) :

Pour certaines applications, y compris la PCR multiplex, le clonage et la mutagenèse, une purification supplémentaire améliorera la pureté, et donc les performances, de l'oligonucléotide. La purification de la cartouche RP consiste à séparer les oligos pleine longueur (qui contiennent un groupe 5'-DMT) des oligos tronqués (sans groupe 5'-DMT) en fonction de la différence d'hydrophobie. Les oligos pleine longueur avec un groupe 5'-DMT sont retenus sur la colonne tandis que les séquences ne contenant pas de 5'-DMT sont éliminées par lavage. Après avoir clivé le groupe 5'-DMT de la colonne, l'oligo pleine longueur souhaité est récupéré. La purification par cartouche RP est également recommandée pour les oligos plus longs (> 35 bases de longueur) car le nombre d'oligos tronqués a tendance à augmenter avec l'augmentation des cycles de couplage.

Analyse post-purification du poids moléculaire par spectrométrie de masse (MS) :

La spectrométrie de masse (MS) permet de mesurer le poids moléculaire de l'oligo. Dans un spectromètre de masse, l'oligo est ionisé et les ions sont propulsés dans un détecteur et analyseur de masse. L'analyse MS permet la comparaison du poids moléculaire calculé (PM) de l'oligo au PM mesuré, et peut détecter des délétions, des additions ou des substitutions au sein de la séquence oligo. MS peut également détecter facilement l'élimination incomplète des groupes protecteurs au cours des étapes finales de la synthèse.

ACGT propose une analyse MS via un fournisseur tiers et des frais supplémentaires peuvent s'appliquer.

Les oligonucléotides peuvent également être modifiés ou synthétisés avec des fragments non nucléotidiques pour diverses applications biologiques.

Les amorces dégénérées sont des mélanges d'oligonucléotides qui ont des bases différentes à une ou plusieurs positions. Ils sont souvent utilisés lorsque seule la séquence protéique (plutôt que la séquence de bases réelle) est connue ou pour amplifier des séquences similaires comme les SNP et les gènes homologues. En fonction de l'application en aval de l'oligo, des résidus de désoxyinosine pourraient être utilisés sur des sites où il y a une dégénérescence complète.

La désoxyinosine est un désoxynucléoside à base 6-hydroxypurine. Les résidus désoxyinosine dans un oligonucléotide peuvent s'apparier avec n'importe quel résidu nucléotidique sur l'ADN cible. La désoxyinosine peut être utilisée à la place des bases mixtes (bases dégénérées), réduisant ainsi le nombre d'oligos uniques synthétisés. N'utilisez pas de désoxyinosine pour les amorces PCR car les ADN polymérases peuvent ne pas reconnaître cette base et peuvent tomber.

En raison de l'affinité de la biotine pour la streptavidine, un oligo marqué à la biotine peut être utilisé pour lier l'oligo aux colonnes d'affinité streptavidine ou aux conjugués streptavidine-protéine. La biotine peut être ajoutée à l'extrémité 5' ou 3' de l'oligo en l'ajoutant à une molécule de liaison.

Les oligonucléotides non modifiés ont un groupe 5'-hydroxyle, cependant un groupe phosphate 5' peut être synthétisé. En ajoutant un groupe 5'-phosphate, par voie enzymatique ou chimique pendant la synthèse d'oligo, l'oligo peut être ligaturé par une ligase.

Les oligos modifiés par un thiol sont synthétisés en incorporant le groupe thiol (avec un lieur C3 ou C6) pendant la synthèse d'oligo à l'extrémité 5' ou 3'. Les oligos modifiés par un thiol peuvent être liés à des peptides ou des enzymes, par exemple des sondes oligo marquées avec l'enzyme phosphatase alcaline peuvent être utilisées pour une hybridation in situ. Les oligos modifiés par un thiol peuvent également être utilisés pour l'immobilisation sur des surfaces et pour le couplage de colorants maléimide (réactifs au sulfhydryle).

Les oligos peuvent également être marqués avec des molécules fluorescentes, comme la fluorescéine, pour une utilisation dans la quantification par PCR et les sondes d'hybridation in situ. D'autres modifications d'oligonucléotides sont disponibles, veuillez nous contacter pour plus d'informations et les tarifs.


Préparation et purification efficaces à grande échelle d'oligonucléotides courts d'ARN simple brin

La reconnaissance de l'ARN spécifique à la séquence par les protéines de liaison à l'ARN joue un rôle crucial dans la régulation post-traductionnelle de l'expression des gènes. Les études biophysiques et biochimiques aident à démêler les principes de la reconnaissance d'ARN spécifique à une séquence, mais les méthodes utilisées nécessitent de grandes quantités d'ARN simple brin (ARNss). Nous présentons ici une méthode rapide et robuste pour la préparation et la purification à grande échelle d'oligonucléotides ssRNA courts pour des études biochimiques, biophysiques et structurelles. Nous avons conçu un ribozyme en tête de marteau (HH) à repliement efficace et à auto-clivage pour préparer des oligonucléotides ARNsb. Les ARN de ribozyme en tête-de-marteau s'auto-clivent avec une efficacité de plus de 95 % lors de la transcription in vitro en fonction de la concentration en magnésium pour produire des rendements élevés des produits d'ARNss souhaités. Les ARNss résultants peuvent être purifiés à partir de réactions de transcription brutes en dénaturant la chromatographie d'échange d'anions, puis dessalés par chromatographie d'échange d'anions faible en utilisant des solutions tampons volatiles de bicarbonate d'ammonium. Les oligonucléotides d'ARNss produits de cette manière sont homogènes, à en juger par la spectrométrie de masse (MS), et conviennent aux études biochimiques et biophysiques. De plus, pour la détermination de la structure RMN à haute résolution des complexes ARN-protéine, notre protocole permet une préparation efficace d'oligonucléotides ARNsb avec divers schémas de marquage isotopique qui ne sont pas disponibles dans le commerce.

Mots clés: Biologie structurale d'ARN monocaténaire d'ARN de dessalage d'ARN de ribozyme de ribozyme d'ARN.


Purification d'oligonucléotides avec dessalage - Biologie

Ce qui suit options de purification sont à la disposition des utilisateurs de nos services de synthèse d'ADN :

La description Échelle de synthèse Longueur de l'oligonucléotide
Dessalage 50 nmoles, 200 nmoles 3-75 socles
PAGE 100 nmole, 250 nmole, 1 umole 76-90 socles
PAGE 250 nmole, 1 umole 91-100 socles

Pour tous nos produits d'oligonucléotides maison, nous offrons dessaler en tant que service complémentaire. Notre méthode de purification par cartouche élimine efficacement les sels, les groupes protecteurs de bases et les courtes séquences de défaillance jusqu'à 6 bases. Les oligonucléotides dessalés peuvent être utilisés pour des applications standard de biologie moléculaire, notamment la PCR, la qPCR, le séquençage de l'ADN, etc.

Pour les oligonucléotides longs non modifiés, nous recommandons Purification PAGE. Pour cette option de service, la synthèse et la purification seront assurées grâce à notre partenariat avec IDT.

Contactez-nous! S'il vous plaît laissez-nous savoir quels sont vos besoins de recherche individuels. Nous pouvons répondre aux demandes spéciales qui pourraient ne pas être explicitement répertoriées ici. Nous offrons également une assistance technique gratuite pour vous aider à faire le meilleur choix pour votre application spécifique.

Pour une brève introduction de notre unité de synthèse d'oligonucléotides d'ADN et un aperçu de nos produits et services, veuillez consulter ici.


La synthèse d'oligonucléotides implique un grand nombre de réactions individuelles, ce qui conduit inévitablement à l'accumulation d'impuretés telles que des oligonucléotides tronqués et des séquences contenant des bases modifiées chimiquement. Ces impuretés doivent être éliminées après synthèse.

La chromatographie est une technique de séparation des composants d'un mélange par adsorption différentielle sur une surface adsorbante (phase stationnaire). Les composants sont ensuite élués par un solvant ou un mélange de solvants (phase mobile).

Filtration sur gel

La filtration sur gel est la séparation des composants d'un mélange sur la base de la taille moléculaire et constitue la forme la plus simple de chromatographie pour la purification des oligonucléotides. Les groupes protecteurs clivés et les séquences tronquées courtes sont retenus dans la matrice de gel tandis que les molécules d'oligonucléotides plus grosses éluent rapidement à travers la colonne de filtration sur gel (figure 1). La filtration sur gel élimine également les sels des oligonucléotides qui ont été purifiés par HPLC.

Graphique 1 | Filtration sur gel Représentation schématique de la filtration sur gel pour la purification d'oligonucléotides. Les grosses molécules éluent rapidement à travers la colonne, tandis que les molécules plus petites sont retenues dans la matrice de gel et éluent plus lentement.

Bien que la filtration sur gel soit une technique très simple et utile, elle n'élimine pas les impuretés de taille similaire au produit souhaité. Elle est recommandée comme seule méthode de purification uniquement pour les très petites ( Figure 2 | HPLC en phase inverse Représentation schématique de la HPLC en phase inverse telle qu'elle est utilisée dans la purification des oligonucléotides. Les impuretés hydrophiles (orange) sont éluées en premier de la colonne, suivies du produit (bleu), et enfin les impuretés hydrophobes (bleu).

La HPLC en phase inversée a certaines limites : plus l'oligonucléotide est long, plus il est difficile de séparer les séquences défaillantes d'une longueur similaire, et une structure secondaire stable (par exemple des boucles en épingle à cheveux) peut provoquer l'élution d'un oligonucléotide sous la forme d'un pic large ou même d'un série de pics. Placer la colonne HPLC dans un four à colonne à 60 ° C peut surmonter ce problème en détruisant (temporairement) la structure secondaire.

HPLC échangeuse d'anions

La HPLC échangeuse d'anions sépare les oligonucléotides sur la base des différences de charge. Chaque oligonucléotide dans le mélange brut est un polyanion et a une charge négative nette particulière basée sur le nombre de groupes phosphodiester dans la molécule. La phase stationnaire sur la colonne échangeuse d'anions est une amine tertiaire. La séparation du mélange brut est accomplie en augmentant lentement la force ionique de la phase mobile pour affaiblir les interactions entre l'oligonucléotide (polyanion) et la phase stationnaire cationique. Les oligonucléotides les plus longs et les plus chargés s'éluent plus tard que les plus courts. Cette méthode est efficace pour séparer les oligonucléotides dans la région de 5 à 50 bases de longueur des séquences défaillantes.

Quel type de HPLC doit être utilisé pour purifier les oligos ?

La HPLC en phase inversée est utilisée en routine dans la purification d'oligos.

Les oligos avec un degré élevé de structure secondaire (par exemple des boucles en épingle à cheveux) donnent lieu à de multiples pics. Cette structure secondaire peut être éliminée en présence d'un pH très alcalin, ce qui élimine les interactions de liaison hydrogène. Étant donné que la HPLC échangeuse d'anions peut tolérer un pH élevé, la HPLC échangeuse d'anions est une technique utile dans la purification d'oligos à structure secondaire.

Certaines séquences d'oligonucléotides peuvent être prédites pour donner naissance à une structure secondaire en termes simples, les oligos contenant une proportion élevée de bases G et C (teneur élevée en GC) sont probablement des candidats pour la purification par HPLC échangeuse d'anions. La HPLC échangeuse d'anions est également utile pour purifier des oligos plus longs (40 à 100 bases).

Les oligonucléotides hydrophobes peuvent être purifiés par HPLC échangeuse d'ions en incluant un solvant organique dans la phase mobile.

Purification au trityl-on (DMT-on)

Les oligonucléotides peuvent être synthétisés avec le groupe terminal 5&prime-DMT attaché (DMT sur trityl-on). Cela augmente l'hydrophobie de l'oligonucléotide de pleine longueur par rapport à toutes les séquences défaillantes (qui auront été coiffées d'anhydride acétique lors de la synthèse et n'auront pas de groupe 5&prime-DMT). La purification par HPLC en phase inversée est très efficace pour séparer le produit protégé par le DMT des impuretés. Enfin, après purification, le groupement 5&prime-DMT est éliminé. La purification au trityl-on est efficace pour la purification d'oligonucléotides longs (40 à 150 nucléotides). Cependant, l'élimination du groupe DMT (qui nécessite des conditions acides) peut conduire à une certaine dépurination de l'oligonucléotide.

Chromatographie d'affinité fluorée

La chromatographie d'affinité fluorée exploite le concept de fluorophilie: la grande affinité des composés organiques hautement fluorés pour les autres composés fluorés. La chromatographie d'affinité fluorée nécessite que les oligonucléotides soient marqués avec une étiquette fluorée (en utilisant un phosphoramidite avec un groupe 5&prime-DMT dérivé avec une chaîne alkyle perfluorée Figure 3) pendant la synthèse d'oligonucléotides en phase solide. Comme le marqueur fluoré est ajouté à la fin de la synthèse des oligonucléotides, les séquences défaillantes n'auront pas de marqueur fluoré. La chromatographie d'affinité fluorée est liée à la purification sur trityle.

Graphique 3 | Structures d'un monomère phosphoramidite nucléosidique fluoré (à gauche) et d'un oligonucléotide avec une étiquette 5&prime-fluorée (à droite) La queue fluorée est colorée en bleu.

Après synthèse en phase solide, l'oligo est dissous dans un tampon et passé à travers une colonne fluorée (contenant une résine polymère à laquelle sont liés des groupes organiques fluorés). L'oligonucléotide marqué se liera fortement à la colonne, tandis que les impuretés non marquées n'interagiront pas avec la colonne et la traverseront. Le lavage ultérieur ne libérera pas l'oligo fluoré de la colonne, telle est la force de l'interaction fluorophile. Une fois toutes les impuretés éliminées, l'oligonucléotide souhaité est détritylé sur la colonne (à l'aide d'acide trifluoroacétique), ce qui rompt la forte interaction entre l'oligo et la colonne. L'oligo déprotégé peut maintenant être élué de la colonne (figure 4).

Graphique 4 | Chromatographie d'affinité fluorée Représentation schématique de la chromatographie d'affinité fluorée utilisée dans la purification d'oligonucléotides. Les impuretés non marquées (noir) éluent rapidement, tandis que l'oligonucléotide souhaité marqué au fluor (bleu clair) reste fortement lié à la colonne. La détritylation sur colonne libère l'oligonucléotide souhaité (bleu foncé) de la colonne et permet à l'oligo souhaité d'être élué.

La chromatographie d'affinité fluorée convient aux oligonucléotides longs, en raison de la force de l'interaction fluorophile. Cela en fait une méthode utile pour la purification d'oligos difficiles à purifier à l'aide d'autres méthodes. Cependant, l'incorporation de l'étiquette 5&prime-fluorée lors de la synthèse en phase solide, qui nécessite des monomères de phosphoramidite 5&prime-fluorés spéciaux (figure 3, à gauche), ajoute de la complexité et empêche l'utilisation d'autres modifications 5&prime.

Électrophorèse sur gel de polyacrylamide (PAGE)

L'électrophorèse sépare les molécules en fonction de leur charge électrique et de leurs propriétés hydrodynamiques, qui sont fonction de la longueur de la chaîne. La purification PAGE peut être utilisée pour des oligos de toute longueur, mais elle est particulièrement recommandée pour les oligos longs, d'environ 100 bases et plus, pour lesquels d'autres méthodes de purification présentent des difficultés. La purification par PAGE donne généralement des oligos de très haute pureté, mais au détriment du rendement et peut prendre du temps.

Structure secondaire en oligonucléotides

La purification de certains oligonucléotides est compliquée par la présence de structures secondaires telles que des duplex, des boucles en épingle à cheveux (Figure 5, Figure 6) et des quartets de guanine (quadruplexes). La structure secondaire dans un oligonucléotide influencera le choix de la méthode de purification chromatographique.

Graphique 5 | Formation d'une boucle en épingle à cheveux Représentation schématique de la formation d'une boucle en épingle à cheveux à partir d'un oligonucléotide d'ADN linéaire.

Graphique 6 | Boucle en épingle à cheveux Représentation 3D d'une boucle en épingle à cheveux dans un oligonucléotide d'ADN riche en AT.

Les colonnes HPLC échangeuses d'anions à base de polymère sont utiles pour purifier les oligonucléotides qui adoptent une structure secondaire étendue. En effet, la phase stationnaire étant stable à pH élevé, la purification par HPLC peut être effectuée à pH 12. À ce pH, les structures secondaires de l'oligonucléotide sont détruites car N(3) de thymine et N(1) de guanine sont déprotonés. , et les liaisons hydrogène interbases sont déstabilisées. La purification à pH élevé n'est pas possible pour l'ARN car il existe un risque de migration du 3&prime-à 2&prime-phosphate et de clivage du squelette phosphodiester (voir synthèse en phase solide de l'ARN).

Méthodes de purification recommandées pour différentes applications

La méthode de purification que vous choisirez dépendra de la séquence et de l'échelle de l'oligo, mais aussi de son utilisation prévue (tableau 1).

Tableau 1 ⎪ Méthodes de purification recommandées pour les oligonucléotides d'ADN synthétiques


Qu'est-ce que le processus de purification d'Oligo ?

La synthèse d'oligonucléotides conduit à l'accumulation inévitable d'impuretés. Ces impuretés sont des séquences défaillantes : séquences plus courtes, séquences plus longues, séquences modifiées ou impuretés laissées par le processus de synthèse. Ces impuretés peuvent compromettre votre expérience, car elles sont en concurrence avec le produit complet dans certaines applications, ou inhibent les réactions. Par conséquent, le processus de purification vous permet d'économiser de l'argent à long terme et aussi un peu de votre santé mentale !


Les cartouches de purification par dessalage C18 peuvent être utilisées pour dessaler les oligonucléotides après synthèse. Au cours du processus de purification, les séquences défaillantes sont éliminées et le DMT est ensuite éliminé, permettant l'élution des produits purifiés. Des cartouches de purification par dessalage peuvent également être utilisées pour dessaler des oligonucléotides après purification par PAGE ou HPLC.

Biocomma propose des cartouches de purification de dessalage C18 de différentes tailles. Une taille de cartouche appropriée peut être choisie en fonction de la concentration en oligos. Si plusieurs échantillons doivent être purifiés, la plaque à 96 puits sera un meilleur choix.


Colonnes de dessalage pour l'élimination des petites molécules

Les colonnes de dessalage utilisent le principe de la chromatographie d'exclusion stérique, également appelée chromatographie de filtration sur gel. En plus du dessalage, l'autre utilisation principale de la chromatographie d'exclusion stérique est le fractionnement granulométrique.

Les billes de matrice dans une colonne d'exclusion stérique contiennent des pores. Si une molécule ou un composé peut pénétrer dans les pores, il se déplacera dans la colonne par un chemin plus long que toute molécule ou complexe trop gros pour pénétrer dans les pores. Les molécules qui n'entrent pas dans les pores se déplaceront à travers la colonne avec la phase mobile, tandis que les molécules qui peuvent entrer dans les pores seront retardées et éluées après ces molécules plus grosses. La limite d'exclusion de taille est la plage supérieure de taille moléculaire qui peut pénétrer dans les pores.

Lors du dessalage, il existe une grande différence de taille entre les molécules cibles dans l'échantillon et le sel ou les petites molécules indésirables. Une limite d'exclusion de taille est choisie qui est inférieure à la taille des molécules cibles (c'est-à-dire que les molécules cibles sont trop grosses pour entrer dans les pores des billes). Par conséquent, ils sont exclus des pores, restent dans la phase mobile et sont élués après le volume vide. Les sels et autres petites molécules sont retardés par la colonne de dessalage et sont ainsi séparés des molécules cibles. Le dessalage est parfois appelé mode de séparation de groupe.

Dans le fractionnement par taille, toutes les molécules à séparer sont inférieures à la limite d'exclusion de taille de la colonne, et sont retenues par la colonne. La quantité de retard de chaque molécule est liée à sa taille (et sa forme). Il en résulte une élution séquentielle des molécules par taille.

Les deux types de chromatographie d'exclusion stérique nécessitent des colonnes différentes. Les colonnes de dessalage ont un garnissage et des dimensions qui permettent l'élution des molécules exclues juste avant qu'un volume de colonne de phase mobile n'ait traversé la colonne. Par conséquent, une colonne de dessalage est généralement courte et large, alors que pour le fractionnement granulométrique, plus la colonne est longue, plus la résolution est élevée.

Bio-Rad propose une large gamme de colonnes de fractionnement et de dessalage. Les sections suivantes décrivent les utilisations et la sélection des colonnes de dessalage.


Purification

Comme indiqué ici, tous les efforts sont faits pour maximiser la qualité et le rendement de nos oligos non purifiés, et ils conviennent à la plupart des applications de PCR et de séquençage sans autre purification. Lorsqu'une pureté plus élevée est requise, nous proposons trois types de purification :

  • Purification de cartouche en phase inverse
    Le groupe trityle à l'extrémité 5' de la molécule est laissé en place à la fin de la synthèse et est utilisé comme « poignée » hydrophobe pour repêcher les chaînes pleine longueur souhaitées. Les séquences défaillantes, dépourvues de groupe trityle, seront ensuite supprimées et l'oligo est simultanément dessalé.
    Si vous préférez effectuer vous-même ce type de purification, nous pouvons vous fournir un protocole pour cette procédure. Dans ce cas, VOUS DEVEZ PRECISER QUE LES OLIGOS DOIVENT ETRE EXECUTER « TRITYL ON ».
  • Purification HPLC en phase inverse
    Offert pour les oligos d'ADN et 100 bases. La purification par HPLC ajoute généralement 3 à 5 jours ouvrables au délai d'exécution. La HPLC d'oligos d'ADN modifiés peut nécessiter une étape initiale de dessalage/purification de la cartouche avant la HPLC, de sorte qu'un supplément peut s'appliquer.

    Gel Purifiant
    La purification du gel ajoute généralement une à deux semaines au délai d'exécution.


Cartouches de purification de dessalage RPC

La cartouche de purification de dessalage RPC est emballée avec des particules de résine PS/DVB monodispersées et microporeuses. La résine hautement réticulée se caractérise par une stabilité chimique et physique élevée et peut être utilisée dans une gamme de pH plus large que les garnitures à base de silice.

La surface de l'emballage RPC lie les molécules d'ADN via une interaction hydrophobe. Ensuite, une solution aqueuse est utilisée pour laver les sels résiduels. Enfin, un solvant organique est utilisé pour éluer les molécules d'ADN et l'éluant est collecté dans un réservoir.

La cartouche de purification par dessalage RPC s'est avérée être un moyen efficace et économique d'obtenir des oligonucléotides de haute pureté.