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Cytométrie en flux pour en savoir plus sur le cycle cellulaire


Je publie à nouveau mes données de cytométrie en flux ici parce que je me rends compte qu'il y a beaucoup de gens qui sont prêts à m'aider, et je peux apprendre beaucoup de vous les gars.

Dans ce laboratoire de culture cellulaire, nous utilisons Cell U-937 Lymphoblast. Et nous voulons apprendre comment analyser le cycle cellulaire en utilisant la cytométrie en flux.

Quelqu'un pourrait-il m'aider à expliquer comment lire le résultat de la cytométrie en flux lié au cycle cellulaire? Je serai très heureux d'apprendre de vous les gars.

Merci d'avance!


La base de l'analyse des données de cytométrie en flux en ce qui concerne le cycle cellulaire est le fait que la synthèse d'ADN se produit en phase S et donc les cellules avant la phase S (G0/G1) ont la moitié de la quantité d'ADN par rapport aux cellules après la phase S ( G2). [La phase M est trop courte pour être pertinente pour ce type d'analyse]. Les signaux qui ont moins d'ADN que les cellules de la phase G0/G1 sont soit des artefacts, soit des cellules apoptotiques avec de l'ADN fracturé (elles sont étiquetées sous G1).

Afin de mesurer la quantité d'ADN par cellule, le colorant PI (iodure de propidium) est utilisé, car il se lie quantitativement à l'ADN. Par conséquent, la distribution du signal PI peut être considérée comme une distribution des différentes étapes du cycle cellulaire.

Cet article wikipedia explique également l'analyse plus en détail et fournit des références supplémentaires.


Apprentissage profond pour la cytométrie en flux d'imagerie : analyse du cycle cellulaire des cellules Jurkat

La cytométrie en flux d'imagerie combine la sensibilité à la fluorescence et les capacités à haut débit de la cytométrie en flux avec l'imagerie à cellule unique, et fournit donc des données à haut volume bien adaptées aux forces de l'apprentissage en profondeur. Nous présentons DeepFlow, un flux de travail d'analyse de données pour la cytométrie en flux d'imagerie qui combine des réseaux de neurones convolutifs profonds avec une réduction de dimension non linéaire. DeepFlow utilise des fonctionnalités apprises du réseau neuronal pour visualiser, organiser et interpréter biologiquement les données unicellulaires. Disséquer le cycle cellulaire en tant que source de variabilité intercellulaire est crucial pour la biologie quantitative unicellulaire. Nous démontrons DeepFlow pour un grand ensemble de données de cellules Jurkat en cycle cellulaire. Tout d'abord, nous reconstruisons la progression continue des cellules à travers le cycle cellulaire à partir de données d'images brutes. Cela montre que DeepFlow peut apprendre une mesure de distance continue entre les phénotypes catégoriels. Deuxièmement, nous sommes en mesure de détecter et de séparer une sous-population de cellules mortes, bien que l'ensemble de données ait été nettoyé à l'aide d'approches établies. DeepFlow détecte cette sous-population morphologiquement anormale de manière non supervisée. Troisièmement, dans la classification sans étiquette des phases du cycle cellulaire, nous atteignons une réduction de 6 fois du taux d'erreur par rapport à une approche récente basée sur l'amplification d'une série de caractéristiques d'image. Contrairement aux méthodes précédentes, les prédictions de DeepFlow sont suffisamment rapides pour envisager l'intégration avec le processus de mesure par cytométrie en flux d'imagerie.

Résumé de l'auteur Nous présentons DeepFlow, un flux de travail d'analyse de données basé sur l'apprentissage en profondeur optimisé pour les exigences de la cytométrie en flux d'imagerie. Nous l'utilisons pour analyser un grand ensemble de données d'un certain type de cellules T humaines (cellules Jurkat), qui subissent un cycle cellulaire. DeepFlow permet de reconstruire la progression continue du cycle cellulaire de ces cellules et sépare les cellules mortes des cellules vivantes. Nous montrons comment les caractéristiques apprises du réseau neuronal peuvent être visualisées et interprétées biologiquement. Lorsqu'il est utilisé pour classer l'étape du cycle cellulaire, DeepFlow fonctionne nettement mieux que les approches précédentes.


Chapitre 5 Analyse du cycle cellulaire de l'apoptose à l'aide de la cytométrie en flux

En utilisant la cytométrie en flux pour analyser des populations cellulaires asynchrones et synchronisées, ce chapitre décrit un certain nombre de caractéristiques de l'apoptose induite par un médicament dans les cellules en culture : (1) l'apoptose peut se produire dans n'importe quelle phase du cycle cellulaire (2) un agent donné peut induire l'apoptose dans plus de une phase du cycle cellulaire (3) il existe une relation temporelle claire entre « l'arrêt » du cycle cellulaire induit par différents agents et le début de l'apoptose (4) la protéolyse de protéines intracellulaires spécifiques représente un événement précoce de l'apoptose (5) une mitose aberrante précède l'apoptose sous une variété de conditions, y compris l'exposition à des inhibiteurs de la synthèse de l'ADN (6) les cellules avec sous-G, la teneur en ADN ne sont pas toujours des cellules apoptotiques (7) la teneur en ADN peut être un indice peu fiable de la position du cycle cellulaire et (8) dans toutes les conditions, La « stase » du cycle cellulaire précède l'apoptose induite par le médicament. Le chapitre décrit des exemples spécifiques d'applications de méthodes de cytométrie en flux standard à l'analyse de l'apoptose induite par les médicaments dans les cellules HeLa S3.


  • Principes approfondis de la cytométrie en flux
  • Évaluation de la qualité et validation des instruments
  • Principes et directives pour la conception expérimentale, en particulier pour la cytométrie en flux multicolore
  • Coloration des tissus avec des antigènes de surface cellulaire
  • Coloration des profils du cycle cellulaire dans les cellules fixes et vivantes
  • Évaluation de la prolifération et de la division cellulaire
  • La beauté et les contraintes des protéines de fluorescence en cytométrie en flux
  • Multi-sessions détaillées sur l'analyse des données des cytomètres en flux en coopération avec FlowJo
  • Sur demande, exploration de données de cytométrie en flux très paramétriques mettant en évidence d'importants problèmes de conception et d'analyse expérimentales avec des données réelles provenant de laboratoires collaborateurs.

Notre objectif pour ce cours est d'enseigner les bases de cette technologie avec un très grand accent sur le travail pratique aux instruments. Rien de mieux que d'apprendre en faisant. Nous avons un grand nombre de formateurs expérimentés dans cette technologie qui donnent des conférences et vous accompagnent dans le laboratoire en vous déplaçant par vous-même. Nous aurons le soutien de FlowJo pour fournir les bases et certaines fonctionnalités avancées en plusieurs sessions. Ce cours approfondi de cinq jours poussera vos connaissances et vos compétences en vous préparant à tous les projets de flux à venir sur votre chemin de recherche.


Ayant maîtrisé les bases de la cytométrie en flux, la formation aux techniques avancées telles que la conception expérimentale est importante. Par exemple, passer d'un panneau de quatre à six couleurs à un panneau de dix à douze nécessite une réflexion et une planification supplémentaires. Les cours qui couvrent des sujets tels que les contrôles, la compensation et la conception expérimentale sont utiles pour élargir la base de connaissances des cytométristes.

Au-delà d'une expérience de phénotypage, il existe une multitude de techniques spécifiques qu'une formation avancée peut être utile. L'analyse du cycle cellulaire de l'ADN, par exemple, nécessite une expérience spécifique sur la manière de fixer et de colorer correctement les cellules, ainsi que sur la manière d'effectuer l'analyse. La prolifération et l'analyse cinétique sont deux autres techniques spécialisées pour lesquelles il est utile de se familiariser avec les détails.

Où trouver cette éducation ? Commencez par l'installation centrale locale et découvrez quelle formation ils offrent. Demandez également quelles autres ressources ils recommanderaient. Les webinaires des fournisseurs et les conférences sur site peuvent offrir des opportunités supplémentaires. Les fournisseurs proposent également une formation spécifique aux instruments. Les sociétés de cytométrie telles que ISAC, iCCS, ESCCA et d'autres ont souvent des cours qui peuvent offrir des opportunités éducatives supplémentaires. Bien entendu, Expert Cytometry peut également proposer une formation au niveau du groupe ou individuel. Inscrivez-vous à notre newsletter pour en savoir plus.

Tim Bushnell est titulaire d'un doctorat en biologie du Rensselaer Polytechnic Institute. Il est co-fondateur et esprit didactique d'ExCyte, le leader mondial de la formation en cytométrie de flux, dont l'organisation dispose d'une véritable bibliothèque de ressources en laboratoire sur le séquençage, la microscopie et des sujets connexes dans les sciences de la vie.


Mesurer les réponses biologiques avec la microscopie automatisée

Simon Stubbs , Nick Thomas , dans Methods in Enzymology , 2006

Conception et construction de capteurs de cycle cellulaire dynamique

L'application de protéines fluorescentes à l'analyse du cycle cellulaire a permis de réaliser des progrès significatifs dans la compréhension du calendrier des événements moléculaires qui contrôlent le cycle cellulaire. Alors que la protéine fluorescente verte (GFP) fusionne avec des protéines clés de contrôle du cycle cellulaire (Arnaud et al., 1998 Huang et Raff, 1999 Raff et al., 2002 Weingartner et al., 2001 Zeng et al., 2000 ) et d'autres protéines ( Kanda et al., 1998 Reit et al., 1997 Tatebe et al., 2001 ) ont fourni des informations très importantes sur la mécanique moléculaire du cycle cellulaire, l'expression des fusions de protéines du cycle cellulaire qui conservent l'activité enzymatique ou structurelle ont le potentiel de perturber le cycle cellulaire et ne conviennent donc pas comme capteurs de cycle cellulaire ( Clute et Pines , 1999 ).

Pour fournir des capteurs de cycle cellulaire furtifs non perturbateurs, nous avons développé des constructions (Fig. 1) basées sur la fusion d'EGFP à des domaines isolés de protéines de contrôle et de réponse du cycle cellulaire bien caractérisées. Le premier de ces capteurs rend compte de la transition G1/S et le second rend compte de la transition G2/M.

Fig. 1 . Marqueurs de phase du cycle cellulaire EGFP. L'expression constitutive du capteur G1/S (A) est obtenue via un promoteur d'ubiquitine C (UbC) entraînant la production d'une protéine de fusion entre l'EGFP et la région C‐terminale de l'ADN hélicase B humaine contenant un domaine de phosphorylation et de localisation subcellulaire (PSLD) . La protéine de fusion fluorescente se localise dans le noyau des cellules G1 (B) et subit une translocation vers le cytoplasme au fur et à mesure que les cellules progressent dans la phase S et dans G2. L'expression du capteur G2/M (C) est contrôlée par le promoteur de la cycline B1 (CCNB1), qui initie la production de la protéine de fusion cycline B1-EGFP à la fin de la phase S. Au fur et à mesure que les cellules progressent de la phase S tardive vers G2, la fluorescence augmente dans le cytoplasme (D) jusqu'à ce que la phosphorylation de la séquence de rétention cytoplasmique (CRS) entraîne la translocation du capteur vers le noyau lors de la prophase. À l'anaphase, le capteur est dégradé rapidement par la boîte de destruction de la cycline B1 (boîte D) produisant deux cellules filles non fluorescentes après la mitose.

Le marqueur de phase du cycle cellulaire G1/S (Fig. 1A et B) est dérivé de l'homologue humain de l'hélicase B (HELB), une protéine essentielle à la transition G1/S (Taneja et al., 2002 ). Il a été démontré que HELB est localisé à des foyers nucléaires induits par des dommages à l'ADN ( Gu et al., 2004 ), où la protéine fonctionne pendant G1 pour traiter les dommages endogènes à l'ADN avant la transition G1/S. Conformément à l'action proposée de HELB, la protéine réside dans le noyau pendant G1, mais est principalement cytoplasmique dans les cellules en phase S et G2. La résidence nucléaire et cytoplasmique coordonnée au cycle cellulaire est contrôlée par un domaine de contrôle de localisation subcellulaire (PSLD) dépendant de la phosphorylation C-terminale de 131 acides aminés contenant une séquence de localisation nucléaire qui retient la protéine dans le noyau en G1. À la fin de la phase G1, les résidus de sérine au sein de la PSLD deviennent phosphorylés en augmentant les niveaux de cycline E/Cdk2 active, entraînant le démasquage d'une séquence d'exportation nucléaire conduisant à l'exportation de protéines vers le cytoplasme. Le marqueur de phase du cycle cellulaire G1/S est une fusion du domaine PSLD de HELB à EGFP, avec une expression sous le contrôle du promoteur de l'ubiquitine C humaine. Le capteur présente des changements de localisation subcellulaire qui imitent ceux de HELB (figures 1B et 2B), mais n'interfère pas avec la progression du cycle cellulaire, car la protéine de fusion manque des domaines enzymatiques et structurels de la protéine parente.

2 . Marqueurs de phase du cycle cellulaire EGFP. (A) Des images en accéléré ont été acquises sur IN Cell Analyzer 3000 de cellules U-2 OS exprimant de manière stable des capteurs EGFP G2/M (en haut) et G1/S (en bas), et des cellules typiques passant les périodes de rapport clés pour chaque lignée cellulaire sont indiqués. Dans la série G2/M, la cellule centrale dans le premier cadre (flèche) est en G2 et passe par la prophase (EGFP dans le noyau) à travers la mitose et la cytokinèse avec destruction du capteur produisant deux cellules filles (flèche) dans le cadre final avec un minimum Fluorescence EGFP. Dans la série G1/S, la cellule centrale dans le premier cadre (flèche) est en M et se divise pour produire deux cellules filles avec des noyaux très fluorescents (deuxième cadre fléché), qui passent à la fois par S et dans G2 avec un mouvement associé de la Capteur EGFP du noyau au cytoplasme. (B) Les cellules des images time-lapse ont été analysées pour l'intensité de l'EGFP et la distribution subcellulaire. Des traces typiques pour G1/S (rapport nucléaire/cytoplasmique EGFP) et un capteur G2/M (intensité EGFP) exprimant des cellules sont affichées, chaque trace commence à la mitose, suit la sortie du capteur tout au long du cycle cellulaire dans une seule cellule fille et se termine à la mitose.

Le marqueur de phase du cycle cellulaire G2/M (Fig. 1C et D) utilise des éléments fonctionnels de la cycline B1. L'expression et la destruction de la cycline B1 ( Pines, 1999 ) sont étroitement régulées et agissent comme un interrupteur majeur de contrôle du cycle cellulaire qui peut être appliqué à la conception d'un capteur adapté pour suivre la transition de la phase S à G2 en mitose. Le capteur ( Thomas, 2003 Thomas et Goodyer, 2003 ) comprend une fusion des acides aminés 1-170 de l'extrémité aminée de la cycline B1 couplée à l'EGFP, avec une expression sous le contrôle du promoteur de la cycline B1 ( Hwang et al., 1995 ). Le capteur est allumé à la fin de la phase S ( Fig. 1D ), éteint pendant la mitose par la boîte de destruction (D‐box) ( Clute et Pines, 1999 ), et, dans l'intervalle, translocation du cytoplasme vers le noyau en prophase, régulée par le signal de rétention cytoplasmique (Hagting et al., 1999 ). La protéine de fusion est par conséquent exprimée et dégradée de concert avec la cycline B1 endogène. Étant donné que la protéine de fusion manque des séquences C‐terminales utilisées dans l'interaction cycline B1-CDK, elle n'interfère pas avec la progression du cycle cellulaire comme indiqué précédemment pour une protéine de fusion cycline B1-GFP complète (Takizawa et Morgan, 2000).

Pour assurer une perturbation minimale du cycle cellulaire, des lignées cellulaires U-2 OS stables exprimant les capteurs G1/S et G2/M ont été dérivées grâce à un criblage rigoureux d'un grand nombre de clones et à la sélection de clones uniques qui démontrent des niveaux minimaux d'expression d'EGFP compatibles. avec détermination de l'état du cycle cellulaire par microscopie et analyse d'images.

L'imagerie time-lapse (Fig. 2A) révèle le comportement dynamique des capteurs EGFP tout au long du cycle cellulaire. Les deux capteurs présentent des caractéristiques multiphasiques pour l'intensité et/ou la localisation de l'EGFP (Fig. 2B). Le capteur G2/M montre une baisse spectaculaire de l'intensité après la mitose (0 à 0,5 h), maintient une faible fluorescence jusqu'à G1 (0,5 à 3 h) et une lente augmentation de l'intensité à travers la phase S (3 à 15 h) suivie d'un augmentation progressive de l'expression du capteur jusqu'à G2 (15-21 h). Au fur et à mesure que les cellules terminent le cycle cellulaire, l'intensité du capteur augmente rapidement à mesure que les cellules traversent la prophase (21 à 22 h) avec une intensité atteignant un maximum à la mitose (23,5 h). La distribution du capteur G1/S varie de manière opposée. Après la mitose (1,5 h), le capteur est presque entièrement limité au noyau et pendant G1 (1,5 à 5,5 h) il est exporté vers le cytoplasme, ce qui entraîne une distribution égale du capteur entre le noyau et le cytoplasme. L'exportation nucléaire se poursuit à un rythme plus lent jusqu'à l'achèvement de la phase S (5,5 à 14 h), moment auquel le capteur est principalement cytoplasmique. La progression à travers G2 (14-23 h) s'accompagne d'une lente augmentation de l'intensité cytoplasmique à mesure que le capteur résiduel est éliminé du noyau, suivie d'une augmentation rapide du rapport de distribution nucléaire/cytoplasmique à la mitose (24 h).


Ринцип етода анализа еточного цикла на проточном итометре

Последовательность событий клеточного цикла можно описать следующим образом: Переходя из состояния покоя (фаза G0), клетка начинает расти и готовится к репликации хромосом (фаза G1). еточный цикл продолжается синтезом ДНК (S фаза), после которого наступает подготовка к делению (фаза G2). еточный цикл завершается итозом (фаза M), после которой, получившиеся в результате клетки ибо выходят ин клаоа аза митоза в свою очередь состоит из профазы, метафазы, анафазы и телофазы. Базовый анализ клеточного цикла на проточном цитометре основан на измерении количества ДНК в клетке, чтобы детектировать клетки на разных стадиях клеточного цикла.

азы клеточного цикла. етод проточной итометрии измеряет количество ДНК в клетке, тобы определить азу клеточного цикла неить азу еточного цикло на о иа на о. истограмма показывает количество клеток на каждой фазе клеточного цикла, при этом цвет указывает наленоред.

Олезные ссылки
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              МЕСТНОГО .

              еречень регуляторных статусов родукции:
              DIV : In vitro Diagnostique. анная продукция редназначена для клинической иагностики in vitro.
              ASR : réactifs spécifiques à l'analyte. ецифические аналитические реагенты. налитические и рабочие характеристики не установлены.
              CE : родукция предназначена для клинической иагностики in vitro и соответствует ирективе Европейского союза (98/79/CE). (Примечание: Оборудование с маркировкой CE может соответствовать другим директивам Европейского союза.)
              RUO : Utilisation en recherche uniquement. анная родукция редназначена только для научных исследований и не предназначена для клинической диагности.
              LUO : Utilisation en laboratoire uniquement. родукция редназначена только для лабораторного использования.
              ез регуляторного статуса: емедицинские изделия и изделия, не требующие обязательной регистрации регуляторр. анная продукция не предназначена для клинического применения.


              Flux Suisse École de cytométrie

              Nous proposons des cours en ligne et sur site.
              Nous adaptons notre offre à vos besoins : n'hésitez pas à nous faire des suggestions !

              Cours d'introduction et de remise à niveau en cytométrie en flux

              Principes de fonctionnement d'un cytomètre en flux, configuration et étalonnage, compensation, fluorescence et fluorochromes, méthodes pré-analytiques, immunodétection, analyse de données, stratégies d'analyse d'échantillons de sang périphérique, applications en immunologie.

              Cours d'introduction et de remise à niveau en ligne en cytométrie en flux

              Rencontres interactives en petits groupes (environ 10 participants) avec des parties théoriques suivies d'exercices pratiques et d'analyses de dossiers patients. Sujets : principes de base de la cytométrie en flux, coloration multicolore simple, compensations, stratégies de déclenchement, analyse des données, applications les plus courantes de la cytométrie en flux en hématologie et en immunologie.

              Cours : ONL_INTRO-17
              Durée : 6 séances de 1h30, 2 fois par semaine
              Langue : Anglais
              Public cible : Toute personne travaillant dans le domaine biomédical sans connaissance préalable de la cytométrie en flux, utilisateurs n'ayant pas les bases de la cytométrie en flux.
              Conditions préalables : Connaissances de base en biologie ou en médecine.
              Objectifs des cours :
              Séances :
              1. Introduction à la cytométrie en flux - ce qui se cache derrière le dot plot.
              2. Principes de fonctionnement d'un cytomètre en flux : fluidique, optique, électronique.
              3. Fluorochromes – comment choisir celui qui convient le mieux à votre application.
              4. Immunodétection – anticorps, coloration, immunophénotypage.
              5. Stratégies de synchronisation – comment analyser les données de cytométrie en flux.
              6. Configuration et compensation de l'instrument.

              Les élèves apprendront :
              • les principes de base de la cytométrie en flux
              • comment réaliser une simple expérience de coloration multicolore avec des compensations adéquates.
              • comment élaborer et appliquer diverses stratégies de gating pour l'analyse des données.
              • les applications les plus courantes de la cytométrie en flux en hématologie et en immunologie.

              Frais : Pays en développement : 300 CHF
              Etudiants (Master, MD, PhD) : 300 CHF
              Médecins, Chercheurs : 400 CHF
              Industrie, Pharma : 500 CHF

              Rendez-vous:
              Session I : 23 novembre – 9 décembre 2020, les lundis et mercredis. Dates exactes de chaque session : 23.11, 25.11, 30.11, 02.12, 07.12, 09.12.

              Session II : du 18 janvier au 4 février 2021, les lundis et jeudis. Dates exactes de chaque session :
              18.01 et 21.01 à 13h-14h30 (CET)
              25.01, 28.01, 01.02 et 04.02 à 8h30-10h (CET)

              Applications avancées de la cytométrie en flux

              Conception d'un panel multicolore, écueils de compensation et de réglage, standardisation et harmonisation, tests fonctionnels (analyse du cycle cellulaire et de la prolifération cellulaire, étude de l'apoptose), tri cellulaire.

              Applications avancées en ligne de la cytométrie en flux

              Réunions interactives en petits groupes (environ 10 participants) avec des parties théoriques suivies d'exercices pratiques et d'analyses de dossiers patients. Sujets : écueils de compensation et de réglage, panel multicolore, standardisation, harmonisation, cycle cellulaire, apoptose, analyse de populations de cellules rares (dont les cellules CAR-T).

              Cours : ONL_AVANCÉ-18
              Durée : 6 séances de 1h30, 2 fois par semaine, 13h-14h30 (CET)
              Langue : Anglais
              Public cible : Doctorants, post-doctorants, chercheurs.
              Conditions préalables : Études en biologie, biotechnologie, pharmacie, immunologie, médecine ou disciplines connexes.
              Objectifs des cours :
              Séances :
              1. Compensation et mise en place de pièges.
              2. Coloration multicolore.
              3. Normalisation, CQ, harmonisation.
              4. Analyse du cycle cellulaire.
              5. Apoptose, prolifération cellulaire.
              6. Analyse d'événements rares, y compris les cellules CAR-T.

              Les participants apprendront :
              • pour concevoir un panneau multicolore.
              • standardiser et harmoniser les cytomètres en flux.
              • étudier le cycle cellulaire et l'apoptose.
              • comment éviter les indemnisations et poser des pièges.
              • comment analyser des populations de cellules rares, dont les cellules CAR-T.

              Frais : Pays en développement : 300 CHF
              Etudiants (MD, PhD) : 300 CHF
              Médecins, Chercheurs : 400 CHF
              Industrie, Pharma : 500 CHF

              Rendez-vous:
              26 janvier – 12 février 2021, les mardis et vendredis.
              Dates exactes de chaque session : 26.01, 29.01, 02.02, 05.02, 09.02, 12.02.
              Heure : 13h-14h30 (CET)

              Cytométrie en flux pour hématologues et immunologistes

              Conception de panel multicolore, harmonisation et standardisation de différents cytomètres en flux, analyse de données avancées, hématopoïèse et analyse de cellules souches, populations de cellules immatures et matures, applications spécifiques en hématologie, études de cas détaillées.

              Diagnostic de lymphome et détection de MRD par cytométrie en flux

              Différenciation normale des lymphocytes B et T, physiopathologie des lymphomes, diagnostic différentiel des lymphomes B et T (classification OMS 2016), principes, statistiques et applications pratiques de la détection des MRD, analyse des MRD dans la LLC et le myélome multiple, études de cas détaillées.

              Cours en ligne sur le lymphome et la MRD

              Réunions interactives en petits groupes (environ 10 participants) avec des parties théoriques suivies d'exercices pratiques et d'analyses de dossiers patients. Sujets : différenciation normale des lymphocytes B et T, physiopathologie des lymphomes, diagnostic différentiel des lymphomes B et T (classification OMS 2016), principes, statistiques et applications pratiques de la détection des MRD, analyse des MRD dans la LLC et le myélome multiple, études de cas détaillées .

              Cours : ONL_LYMPHOMA-16
              Durée : 6 séances de 1h30, 2 fois par semaine, 13h-14h30 (CET)
              Langue : Anglais
              Public cible : Chercheurs intéressés par les lymphomes, hématologues, immunologistes.
              Conditions préalables : Knowledge of basic principles of flow cytometry, background in hematology and/or cell biology.
              Courses objectives :
              Sessions – the application of the flow cytometry to study:
              1. Normal B cell maturation and B cell populations.
              2. B cell lymphomas.
              3. Normal T cell maturation and T cell populations.
              4. T and NK cell lymphomas.
              5. Plasma cells – normal and malignant.
              6. MRD detection in lymphomas.

              The participants will learn the basics of following topics:
              • how to elaborate and apply gating strategies for lymphocyte analysis.
              • how to use cytometry for the detection of normal B and T cells in lymphoid organs, peripheral blood and bone marrow.
              • how to diagnose B and T cell lymphomas using cytometry.
              • how to perform MRD detection for lymphomas.

              Frais : Developing Countries: 300 CHF
              Students (MD, PhD): 300 CHF
              Physicians, Researchers: 400 CHF
              Industry, Pharma: 500 CHF

              Dates:
              8th February – 4th March 2021, Mondays and Thursdays.
              Exact dates of each session: 8.02, 11.02, 15.02, 18.02, 01.03, 04.03.
              Time: 1PM-2.30PM (CET)

              Leukemia diagnosis and MRD detection by flow cytometry

              Normal hematopoiesis and its analysis by flow cytometry, analysis of stem cell population, differential diagnosis of acute leukemias using morphology and cytometry (WHO 2016 classification), data analysis, principles, statistics and practical applications of MRD detection analysis of MRD in acute leukemias, detailed case studies.

              ONLINE Leukemia and MRD course

              Interactive meetings in small groups (around 10 participants) with theoretical parts followed by practical exercises and analyses of patient files. Topics: normal hematopoiesis and its analysis by flow cytometry, differential diagnosis of acute leukemias using flow cytometry, data analysis, principles, statistics and practical applications of MRD detection analysis of MRD in acute leukemias, detailed case studies.

              Cours : ONL_LEUKEMIA-15
              Duration : 6 sessions of 1.5 hours, twice a week, 1PM-2.30PM (CET)
              Langue : Anglais
              Target Audience : Researchers with an interest in acute leukemias, hematologists, immunologists.
              Prerequisites : Knowledge of basic principles of flow cytometry, background in hematology and/or cell biology.
              Courses objectives : Sessions – the application of the flow cytometry to study:
              1. Normal hematopoiesis, stem cell compartment.
              2. B- and T-ALL (Acute Lymphoblastic Leukemia).
              3. AML (Acute Myeloid Leukemia).
              4. MDS (Myelodysplastic Syndrome).
              5. MRD (Minimal Residual Disease) – theory.
              6. MRD in ALL and AML.

              The participants will learn the basics of following topics:
              • how to use cytometry for the detailed analysis of normal hematopoiesis in peripheral blood and bone marrow samples.
              • how to diagnose acute leukemia (AML and ALL) as well as MDS using cytometry.
              • how to perform MRD detection in acute leukemia.

              Frais : Developing Countries: 300 CHF
              Students (MD, PhD): 300 CHF
              Physicians, Researchers: 400 CHF
              Industry, Pharma: 500 CHF

              Dates:
              3rd December 2020 – 19th January 2021, Tuesdays and Thursdays.
              Exact dates of each session: 03.12, 8.12, 10.12, 12.01, 14.01, 19.01.
              Time: 1PM-2.30PM (CET)

              Introduction to modern computational cytometry techniques

              The aim of this workshop is to introduce the participants to modern computational cytometry techniques. A mixture of theoretical and practical courses will show the participants how to set up a pipeline using the R programming language, including key steps such as data preprocessing and transformation, automated identification of cell populations with the FlowSOM algorithm and differential analysis of sample groups. No previous knowledge of R is assumed.


              Programm Cours : COMPUTING-11
              Duration : 2 days
              Langue : Anglais
              Target Audience : Cytometrists with experience in multicolor flow cytometry data analysis
              Prerequisites : Good working knowledge of data analysis with standard cytometry softwares (eg.: Kaluza, FlowJo, Infinicyt)
              Courses objectives : Introduction to modern computational cytometry techniques
              Setting up a pipeline using the R programming language, including key steps such as data preprocessing and transformation
              Automated identification of cell populations with the FlowSOM algorithm and differential analysis of sample groups.
              Frais : Public sector: 400 CHF
              Industry, pharma: 600 CHF
              Costs apply to registrations up to 2 weeks prior to course start later registrations will be more expensive.

              Autumn School of Cell Analysis in Immunology

              General review on applications of immunology analysis by flow cytometry, B-cells lymphopoiesis, development and pathology T cell phenotypes and subsets Assays for the assessment of T cell activation, proliferation, and function (Antigen specific response) Innate Lymphoid Cells Myeloid lineage, myelopoiesis and normal maturation pathways Phagocytosis, monitoring granulocyte reactivity and ROS production Flow cytometric analysis of human monocytes and dendritic cells Immunopathology and Sepsis, Immunoparalysis Hypersensitivity and Basophil degranulation tests Primary immunodeficiencies Multicolor panel design QC and standardisation Mass cytometry High-dimensional data analysis

              Cours : SPRING_SCHOOL-20
              Duration : 5 days, 40 hours of lectures and practicals
              Langue : Anglais
              Target Audience : Immunologists, Researchers, Clinical Biologists, PhD students, Lab assistants, R&D pharma
              Prerequisites : Knowledge of the basic principles of flow cytometry, strong background in immunology and/or cell biology or: Introductory course of flow cytometry
              Courses objectives : The students will learn:
              • to design and perform multicolor staining experiments
              • to analyse in depth specific cell populations of the innate and adaptive immune system
              • to perform current functional cytometric tests in immunology

              Frais : Developing Countries: 500 CHF
              Students (MD, PhD): 800 CHF
              Physicians, Researchers: 1200 CHF
              Industry, Pharma: 1500 CHF
              Costs apply to registrations up to 2 weeks prior to course start later registrations will be more expensive

              Certificate of Advanced Studies (CAS) in 2020/21

              Unique in Switzerland, this CAS allows the participants to acquire the necessary expertise in flow cytometry for the use of this technique in all diagnostic applications in hematology, immunology and oncology, as well as for research purposes in cellular biology, pharmacology, and microbiology. The course is composed of three modules with theoretical and practical lessons, followed by a written treatise and a written exam. Participants will obtain a “Certificate of Advanced Studies in Flow Cytometry”, issued by the University of Geneva.

              Flow cytometry for biomedical analystsHigher Professional Examination, Module Hematology

              Higher Swiss Professional Examination

              MRD detection by flow cytometry

              Principles and statistics of MRD detection analysis of MRD in CLL, multiple myeloma and acute leukemias detailed case studies analysis of paucicellular samples.

              Excellence workshop in PNH and MDS diagnosis

              Flow cytometry practice (set-up, calibration and compensation), pre-analytical methods and quality control, PNH clinics and pathophysiology, detection of PNH clones in red and white blood cells, high sensitivity testing, clinical data analysis, case studies, MDS analysis by cytometry.


              Introduction

              The fission yeast, Schizosaccharomyces pombe, is a popular model system, amenable to classic and molecular genetic analysis as well as biochemical and physiological studies [1]. The cell-cycle progression of fission yeast can be measured by flow cytometry, which is a powerful method to analyse many aspects of cell-cycle regulation for most organisms. However, because of two special features analysis of fission yeast cell growth by flow cytometry is not straightforward: First, under standard laboratory conditions the cytokinesis of fission yeast cells occurs at the end of S phase and for that reason cells in G1 and S phase are binuclear (Fig. 1). Cells in G1 phase contain two nuclei, each with a single, complete genome (termed 1C DNA) and these cells contain the same total amount of DNA (2C) as cells in G2 phase, which harbor their DNA in a single nucleus. Therefore, the discrimination of G1 cells from G2 cells is not straightforward by simple measurements of the cellular DNA content in a flow cytometer. Second, the fission yeast cells tend to form multimers by sticking together, thereby perturbing flow cytometric analyses of single-cell behaviour and of cell-cycle kinetics. Here we show how these problems can be solved. The methods presented are technically simple and available to most flow cytometry users. We also give examples of useful applications of the novel methods.

              The circle indicates the relative positions and durations of the different cell-cycle phases. The bodies outside the circle indicate the morphology of cells at the different phases and the numbers in parentheses show the subpopulations that they belong to (see Figure 2). The nuclei are indicated by dark spots.


              Bromodeoxyuridine (BrdU) and ethynyldeoxyuridine (EdU) assays measure the incorporation of BrdU or EdU into newly synthesized DNA during DNA replication. Unlike BrdU, which is detected using antibodies, EdU can be easily directly labeled, either with a fluorescent dye or biotin for colorimetric or fluorometric detection via streptavidin-HRP. Edu staining is consistent with further antibody staining, unlike the harsher BrdU protocol.

              DNA-staining dyes are commonly used in flow cytometry to measure the DNA content in cell populations and assay for cell cycle state. Propidium iodide is the mostly commonly used dye.

              Dye dilution assays

              The dyes in dye dilution assays are retained within cells over multiple generations. Daughter cells receive half of the dye of parent cells and assays are analyzed on a flow cytometer. Carboxyfluorescein succinimidyl ester (CFSE) is the longest established dye.

              CFSE assay ab113853: Ex/Em 492/517 nm. Cytotoxic at higher concentrations. Flow cytometer.

              CytoLabel Blue ab176726: Ex/Em 403/454 nm. Flow cytometer, microscope.

              CytoLabel Green ab176735: Ex/Em 511/525 nm. Flow cytometer, microscope.

              CytoLabel Red ab176736: Ex/Em 628/643 nm. Flow cytometer, microscope.

              CytoLabel Orange ab176737: Ex/Em 542/556 nm. Flow cytometer, microscope.

              Protein markers

              For the analysis of cell proliferation within tissue samples, or sometimes within cell culture, it is common to use antibodies to stain for the presence of Ki67, PCNA, or MCM-2.

              Clonogenicity assays

              Although little used at high throughput, the classical method of assaying cell proliferation is to use a clonogenic/clonogenicity assay. In this assay, cells are plated out at a low density and then the number of colonies formed is counted.

              Senescence assays

              The most common marker of senescent cells is the overexpression and accumulation of the endogenous lysosomal beta-galactosidase (SA-beta-gal). Beta-gal activity is detected using a colorimetric or fluorometric substrate.

              Learn more with our:

              Cell viability assay guide
              Measure the rate of continuing cellular activities, such as metabolism.

              Cytotoxicity assay guide
              Test for cell membrane damage, either by measuring the leakage of cellular enzymes or staining with membrane-impermeable dyes.

              Apoptosis assay / cell death analysis guide
              Measure the markers present in different types of cell death.


              Voir la vidéo: la cytométrie en flux (Janvier 2022).