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Pourquoi l'éthanol à 70 % est-il préféré pour les techniques aseptiques ?

Pourquoi l'éthanol à 70 % est-il préféré pour les techniques aseptiques ?


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D'autres concentrations (disons 80%) sont-elles moins efficaces, ou est-ce juste pour une fabrication pratique ? La concentration est-elle choisie uniquement parce qu'elle est moins volatile que l'éthanol à 100 % et donc plus sûre ?


70% d'éthanol est la concentration minimale lorsqu'il est utilisé dans un laboratoire pour une technique aseptique. Vous ne voulez pas descendre plus bas, car cela ne tuera pas les micro-organismes que vous essayez de tuer.

Cependant, la solution nécessite de l'eau pour être efficace dans son travail. Les 30% d'eau sont nécessaires pour fournir une polarité suffisante à la solution.

ÉDITER

Une indication approximative de la polarité d'un solvant est une quantité appelée le constante diélectrique. La constante diélectrique est une mesure de la capacité du solvant à isoler les charges opposées (ou les ions séparés) les unes des autres…

L'eau est le solvant le plus efficace pour favoriser l'ionisation, mais la plupart des composés organiques ne se dissolvent pas de manière appréciable dans l'eau. Ils se dissolvent généralement, cependant, dans les alcools, et assez souvent des solvants mixtes sont utilisés. Méthanol - eau et éthanol - eau sont des solvants mixtes courants pour les réactions de substitution nucléophile.

Constantes diélectriques

  • Eau - 80
  • Méthanol - 33
  • Éthanol - 24

-Chimie organique 11E T.W. Graham Solomons et al.


Noter

Dexter La réponse fournit des preuves expérimentales des raisons pour lesquelles 70% d'éthanol est utilisé. Ma réponse est basée sur mon expérience et ma compréhension et la concentration que j'ai utilisée dans le laboratoire. J'ajouterais que 70 % a probablement été choisi comme équilibre entre le coût et l'efficacité. Si vous avez un peu de mal à mélanger la solution du stock d'éthanol à 95%, vous êtes toujours à un niveau bactéricide, où, comme si vous vous trompiez à une concentration de 60%, vous pourriez commencer à laisser quelques bactéries survivre.


L'éthanol à 70 % est toujours inflammable et doit être manipulé avec précaution. Le problème avec l'éthanol pur à plus de 98% est que la seule façon de distiller les 2% restants d'eau est d'ajouter benzène, et le benzène est un cancérigène connu. Il y aura toujours des traces de benzène dans l'éthanol 100 % réactif.


Désinfectants généraux

Vous avez besoin de deux choses pour un bon agent aseptique ou désinfectant,

  1. ça devrait pouvoir tuer la plupart de microbe (Spectre)
  2. ça devrait le faire en court instant (La vitesse)

De nombreux désinfectants chimiques, y compris l'éthanol, sont des antimicrobiens non spécifiques. Leur mode d'action prédominant est la coagulation des protéines ou la dénaturation. Cela entraîne une perturbation de l'intégrité cytoplasmique, une lyse cellulaire, etc. La coagulation des protéines se produit à une concentration optimale en alcool. En présence d'eau, les protéines se dénaturent rapidement par rapport à sans eau. La coagulation induite par l'alcool se produit au niveau de la paroi cellulaire impliquant diverses protéines plasmatiques.

Éthanol

L'éthanol est très efficace pour tuer les bactéries non sporulantes et les mycobactéries mais inefficace contre les spores bactériennes. L'éthanol est bactériostatique efficace à 10 % (Vol/Vol). Il est bactéricide à une concentration supérieure à 30% selon espèce, temps d'exposition et teneur en eau. Les images suivantes tirées de (Seymour 2001) montrent comment il est efficace dans des paramètres donnés pour une espèce précise. (le signe "+" indique la croissance de l'organisme d'essai, le signe "-" n'indique aucune croissance de l'organisme d'essai)

En 1950, les gens ont standardisé ensemble de paramètres qui sont les plus efficaces pour tuer un large spectre de microbes avec une durée très courte. Par conséquent, l'éthanol peut être utilisé à différentes concentrations, mais vous devez ajuster le temps d'exposition en conséquence (Vous pouvez voir dans la figure ci-dessus que 50% et 100% peuvent toujours agir comme bactéricide, ils sont moins efficaces que 60%-95% et nécessitent plus de temps pour tuer tous les S. pyogenes.). L'éthanol à 70 % aide à tuer un large spectre de microbes en très peu de temps.


[Groupe 4] S'il vous plaît aider à faire une solution pour la biologie IA

Je veux arroser les plantes avec une solution d'eau et d'alcool pour voir s'il y a une relation. Ma question est : quelle substance dois-je utiliser pour la solution ? Une boisson alcoolisée (bière, vin, etc), de l'éthanol non dénaturé ou quoi ? Par exemple, si j'utilise de la bière, qui contient 10 % d'éthanol, et que je fais une solution à 95 % d'eau et à 5 % de bière, la solution aurait au total 0,5 % d'éthanol ? S'il vous plaît, aidez-moi, je ne sais rien sur les solutions, les concentrations, etc.

Si vous regardez spécifiquement l'alcool, j'utiliserais certainement de l'éthanol. Les boissons alcoolisées contiennent beaucoup trop d'autres ingrédients, vous ne seriez donc pas en mesure d'écrire une conclusion significative basée sur vos résultats. C'est pourquoi je pense qu'en général, il vaudrait mieux choisir de regarder l'éthanol/l'alcool.

J'ai fait une expérience de germination là-dessus une fois, et je ne le recommanderais pas, d'ailleurs. Je vous conseillerais de regarder la croissance des plantes (je ne sais pas si vous prévoyez déjà de le faire). Essayez de donner aux plantes des solutions contenant de l'alcool entre 0 et 30 %, avec des intervalles de, par exemple, 5 % et trouvez de la documentation à l'appui afin que vous puissiez expliquer pourquoi vous avez choisi de le faire.

Lorsque vous préparez les solutions, regardez quel alcool vous souhaitez utiliser. Votre école aura probablement quelque chose comme de l'alcool pur à 99%, mais l'alcool à 70% est apparemment meilleur pour la désinfection (expliqué ici : https://biology.stackexchange.com/questions/39931/why-is-70-ethanol-preferred-for -aseptique-techniques), vous pouvez donc choisir cela aussi. Dans les deux cas, assurez-vous d'expliquer votre décision. Si vous souhaitez rendre l'expérience plus originale/difficile, vous pouvez également essayer l'expérience avec à la fois 99% et 70% d'alcool, pour voir s'il y a une différence entre cela, puis utiliser la littérature pour tirer une conclusion plus approfondie sur vos conclusions sur le fonctionnement de 99% et 70% d'alcool.

Et l'exemple que vous avez donné est correct - une solution avec 95 % d'eau et 5 % de bière, qui à son tour contient 10 % d'alcool, aurait une concentration en éthanol de 0,5 %.

Si vous choisissez l'éthanol, et surtout si vous choisissez de faire des expériences à la fois avec 99 et 70%, assurez-vous de tenir compte de l'eau qui est déjà dans ces solutions (donc 1% pour l'alcool à 99%, 30% pour le 70 % d'alcool, je veux dire).


4.1 : Technique stérile

  • Contribution de Clare M. O&rsquoConnor
  • Professeur agrégé émérite (biologie) au Boston College

La technique stérile est INDISPENSABLE lorsqu'on travaille avec des micro-organismes ! Il est important de protéger les souches de la contamination par d'autres souches et des nombreux microbes indéfinis présents dans l'environnement. Un grand nombre de micro-organismes divers sont tout autour de nous - dans l'air, sur les surfaces de laboratoire, sur votre peau et sur vos vêtements. Fidèles à leur nom, les micro-organismes sont trop petits pour être détectés à l'œil nu, mais ils se développent rapidement dans les milieux de culture de laboratoire. Des techniques de transfert correctes et l'utilisation de réactifs stériles suffisent généralement à empêcher la contamination.

Quelques précautions simples réduiront la possibilité de contamination :

  • Essuyez une petite zone de travail sur la paillasse de laboratoire avec de l'éthanol à 70 %.
  • Allumez un bec Bunsen dans votre zone de travail tout en travaillant avec des souches. Le brûleur produit un courant ascendant qui empêche les micro-organismes en suspension dans l'air de tomber dans les cultures.
  • Utilisez des réactifs stériles, des pointes de micropipette et des tubes à essai. Les pointes et les tubes de microcentrifugation doivent être conservés dans des récipients couverts lorsqu'ils ne sont pas utilisés.
  • Minimiser la contamination par les vêtements et les surfaces corporelles. Tirez et fixez les cheveux longs. Évitez de toucher ou de respirer sur des surfaces stériles qui entreront en contact avec des micro-organismes.
  • Évitez de parler lorsque vous transférez des souches.
  • Travaillez vite !Minimisez le temps pendant lequel les couvercles sont retirés des récipients contenant des micro-organismes ou des milieux.
  • Gardez les bouchons à l'endroit pour éviter la contamination par les microbes en suspension dans l'air.

Les milieux de culture et les réactifs que nous utiliserons ont été stérilisés soit par autoclavage, soit par filtration. Un autoclave est une chambre qui utilise de la vapeur sous pression pour tuer les cellules sur des surfaces ou dans des solutions, en utilisant des températures proches de 121 ̊C et des pressions de 30 à 40 psi. (A titre de comparaison, la pression atmosphérique est

15 psi.) L'ultrafiltration est utilisée à la place de l'autoclavage lorsque les solutions contiennent des composés sensibles à la température. Les pores des filtres ont généralement un diamètre de 0,2 ou 0,45 µm. Ces pores sont suffisamment petits pour empêcher le passage des bactéries, mais pas des virus ou des macromolécules.


Protocoles

Données d'admission

Un historique complet de l'échantillon d'étude doit être inclus avec les résultats de l'autopsie, y compris les informations de capture (p. mesures du poids et de la longueur, et toute autre information concernant l'histoire de la vie de l'animal (y compris le régime alimentaire en captivité, etc.). Si l'animal est déjà mort, il est important de documenter comment il est mort (par exemple, euthanasie physique ou chimique, heurté par un véhicule, etc.) et quand.

Manipulation des animaux

Les animaux vivants doivent être placés dans des sacs en tissu en matériau respirant tel que le coton (même une taie d'oreiller ou un sac en filet suffira) et ramenés au laboratoire dans un enclos sécurisé et ventilé tel qu'un Rubbermaid ActionPacker® avec de petits trous percés, ou une caisse pour animaux de compagnie. Faites très attention aux serpents venimeux pour vous protéger.

Collecte d'échantillons

Considérez quels échantillons de tissus ou de sang peuvent être nécessaires pour l'analyse avant de capturer et d'euthanasier un animal. Concevoir un protocole d'échantillonnage pour s'assurer que des échantillons et des informations de valeur sont collectés de manière systématique. Le type d'échantillon, la procédure de collecte, l'emballage et le stockage peuvent varier en fonction du toxique ou du composé analysé (Jacobson 2007). Par exemple, il peut être nécessaire de prélever des échantillons de manière aseptique en stérilisant vos instruments entre différentes collections d'organes ou en utilisant différents outils stériles. Le tableau 1 présente brièvement certains des échantillons couramment prélevés.

Du sang

L'évaluation des numérations globulaires complètes (CBC) comprend la numération des globules rouges (RBC), la concentration d'hémoglobine (Hb), l'hématocrite (PCV), la numération des globules blancs (WBC), la numération leucocytaire différentielle et l'évaluation morphologique des cellules sanguines. Les évaluations biochimiques du sang impliquent généralement l'analyse d'échantillons de plasma ou de sérum (Jacobson 2007). Les échantillons de sang à utiliser pour l'analyse chimique du sang ou du plasma doivent être immédiatement placés dans un anticoagulant, tandis que les échantillons pour l'analyse chimique du sérum doivent être collectés dans un tube à caillot contenant un agent gélatineux séparateur de sérum, laissés quelques minutes pour coaguler complètement, puis centrifugés . Le sérum est le surnageant obtenu à partir de sang total que l'on laisse coaguler (utiliser des tubes à essai à bouchon rouge) puis centrifugé. Le plasma est le surnageant issu du sang total qui est collecté dans des microtubes contenant un anticoagulant (EDTA ou héparine étant les plus courants) et centrifugé. Du sang sans anticoagulant peut être utilisé pour effectuer un frottis sanguin immédiatement après le prélèvement via la méthode de la lamelle (Jacobson 2007).

La meilleure façon de prélever du sang sur un organisme est lorsqu'il est encore vivant. Il existe plusieurs méthodes utilisées pour prélever des échantillons de sang, mais il faut veiller à ce que l'animal souffre d'un minimum de douleur ou de stress pendant la procédure. Si l'animal est en vie plus de quelques heures après une prise de sang, le site doit être nettoyé avant le prélèvement en utilisant une technique aseptique telle que l'éthanol à 70 % pour prévenir l'infection (Jacobson 2007). Le sang ne peut être prélevé du cœur d'un animal vivant que pendant que l'animal est sous anesthésie générale. Alternativement, le sang peut être prélevé du cœur après que l'animal a été euthanasié. Consultez le laboratoire analysant vos échantillons pour connaître les protocoles de stockage appropriés.

Chez les lézards, le sang peut être prélevé sur plusieurs sites : la veine caudale ventrale, un ongle d'orteil (après coupure) et le sinus orbitaire. De même, des échantillons de sang de serpent peuvent également être obtenus à partir de la veine caudale ventrale et du cœur (Jacobson 2007).

Parasites

Parfois, des parasites seront trouvés dans ou sur votre animal d'étude. Les parasites protozoaires se trouvent souvent dans le tractus gastro-intestinal et peuvent être détectés en effectuant une analyse sur des « échantillons fécaux post-mortem frais » (Jacobson 2007). Ceci peut être accompli par flottation fécale ou frottis fécal, sauf dans le cas de Cryptosporidium, qui nécessite des préparations cytologiques de la muqueuse intestinale ou gastrique. En raison de la nature commensale de nombreux protozoaires, une lésion histopathologique est souvent le premier indicateur qu'un animal est infecté (Jacobson 2007).

Les parasites métazoaires (multicellulaires) comprennent les endoparasites et les ectoparasites. Les endoparasites tels que les trématodes, les nématodes et les cestodes peuvent être trouvés dans tous les systèmes organiques des reptiles. La Southeastern Cooperative Wildlife Disease Study suggère que les ectoparasites et les œufs du même hôte peuvent être conservés dans un seul flacon dans de l'alcool isopropylique à 70 % (communication personnelle du 21 décembre 2012) et que les endoparasites peuvent être conservés dans de l'éthanol à 70 % (USDA 2012). Cependant, un parasitologue consultant peut fournir des conservateurs spécialisés pour les trématodes. Il est également recommandé de détendre les trématodes et les cestodes dans l'eau pendant quelques heures avant la fixation. Si les acanthocéphales doivent être identifiés, ils doivent également être trempés dans l'eau jusqu'à ce que leur trompe soit étendue (Jacobson 2007).

Squeletochronologie

Des échantillons d'os peuvent être utilisés pour vieillir un animal en utilisant la squelettochronologie. Selon Senning (1940) et Cagle (1946), les amphibiens et les reptiles présentent une croissance périodique, et ce schéma temporel est enregistré dans certains os. Ce schéma peut également être observé dans les scutelles épidermiques des chéloniens (Halliday et Verrell 1988). Les périodes de croissance sont représentées par de larges bandes de tissus et des lignes étroites sont observées entre les bandes larges et marquent l'arrêt de la croissance (Halliday et Verrell 1988). Ces bandes, ou marques de croissance cyclique squelettique (SGM), se forment chaque année et l'âge de l'individu peut être estimé en les comptant (Buffréacutenil et Castanet 2000).

En étudiant les taux de croissance des varans du Nil (Varanus niloticus), Buffréacutenil et Castanet (2000) ont découvert que le péroné était le meilleur os à utiliser pour les études squeletochronologiques, et observer les sections au sol de cet os sous lumière polarisée transmise était le meilleur moyen de compter les marques de croissance. Cependant, seules quelques études ont validé l'idée que les espèces tempérées ont une ligne de croissance pour chaque année, et on ne sait pas si cette méthode est également valable pour les espèces tropicales en raison d'un manque de données (Halliday et Verrell 1988). Halliday et Verrell (1988) ont également déclaré que la précision des observateurs comptant les SGM pouvait entraîner des décomptes différents des lignes osseuses pour le même échantillon.

Euthanasie

L'animal à autopsier peut être livré mort ou vivant. Si l'animal est encore vivant, des méthodes d'euthanasie appropriées doivent être envisagées.

Les autopsies doivent être effectuées peu de temps après l'euthanasie de l'animal pour éviter l'autolyse. Si l'autopsie n'a pas lieu avant quelques heures, le reptile doit être conservé au réfrigérateur. Selon le but de votre étude, les échantillons peuvent également être conservés dans un congélateur pendant des jours, des semaines ou des mois avant l'autopsie. Évitez cependant de congeler l'animal avant l'analyse du sang ou des tissus, car cela compromet les échantillons (Stahl 1996).

Les méthodes appropriées d'euthanasie provoquent un stress et une anxiété minimes chez l'animal et provoquent une perte de conscience rapide avant que l'arrêt des fonctions cardiaque, respiratoire et cérébrale ne se produise (USDA 2007). Certaines méthodes d'euthanasie sont décrites dans le tableau 2.

Grâce à des discussions avec des vétérinaires, ainsi qu'à l'expérience personnelle, nous recommandons le boulon captif pénétrant ou les solutions de barbituriques intraveineux pour euthanasier les reptiles. Les deux méthodes ont le potentiel de modifier l'histologie et la structure et de modifier la réponse métabolique des tissus isolés. Ainsi, les avantages et les inconvénients de chacun doivent être considérés en conséquence.

Les méthodes suivantes ne doivent pas être utilisées pour tuer les reptiles : section de la moelle épinière, hypothermie, exsanguinations, chloroforme, MS-222, éther, halothane, méthoxyflurane, isoflurane, enflurane, dioxyde de carbone, agents de blocage neuromusculaire, chlorhydrate de kétamine, hydrate de chloral et procaïne (Close et autres 1997). Bien que le dioxyde de carbone soit généralement facilement disponible et considéré comme une méthode d'euthanasie acceptable pour certaines espèces par l'American Veterinary Medical Association, nous ne le recommandons pas comme premier choix car les reptiles sont connus pour retenir leur souffle pendant de longues périodes et avoir une forte tolérance à l'anoxie (Close et al. 1997). La décapitation seule est également inacceptable, à moins qu'elle ne soit immédiatement suivie d'un dénoyautage du cerveau (Close et al. 1997).

Euthanasie physique

Un pistolet bolter captif peut être utilisé pour provoquer la mort en détruisant rapidement le cerveau. Warwick a découvert que les reptiles réagissent aux stimuli après la décapitation, suggérant la conscience. Les reptiles nécessitent donc une méthode qui détruit rapidement le cerveau (Warwick 1990, cité par Close et al 1997). Il est recommandé d'immobiliser l'animal d'une manière ou d'une autre pendant l'euthanasie physique à la fois pour sa sécurité personnelle et pour garantir une mise à mort sans cruauté (Close et autres 1997). Une paire de pinces à serpents est un outil approprié utilisé pour retenir la tête et le corps des serpents et autres reptiles.

La figure 2 illustre l'emplacement idéal pour l'entrée de boulon imperdable. Le diamètre, la longueur du boulon et la puissance de la charge utilisée pour expédier l'animal doivent être ajustés en fonction de la taille de l'espèce.

Pour les tégus, utilisez les écailles mises en évidence sur la figure 2. Elles sont identifiées en trouvant les deux écailles frontales (analogues à un front) au milieu du crâne, entre les yeux.

Pour les serpents comme P. molurus bivittatus, utilisez le bord arrière de la tête et des yeux pour créer des lignes directrices afin de trouver la zone à frapper avec le boulon imperdable (voir la figure 2, à droite). Tracez une ligne imaginaire de l'arrière gauche de la tête à l'œil droit et une autre ligne de l'arrière droit de la tête à l'œil gauche. Positionnez le boulon imperdable à l'intersection de ces lignes. Le boulon doit entrer à un léger angle vers le cou (environ 60&ndash70 degrés), pas au ras du crâne (Heard et Jacobson, communication personnelle 2012).

Étant donné que le boulon captif détruira le cerveau et le crâne de l'animal, l'euthanasie chimique doit être envisagée si une partie quelconque de la tête doit être prélevée ou si un examen de la bouche est souhaité.

Euthanasie chimique

Il existe relativement peu d'options pour l'euthanasie chimique des reptiles (USDA 2007). Le pentobarbital de sodium est le composé préféré en raison de sa facilité d'utilisation, de son efficacité et de sa rapidité. Lorsqu'il est injecté, le pentobarbital de sodium supprime les impulsions nerveuses vers le cortex et inhibe finalement le système respiratoire et tue l'animal.Cependant, le pentobarbital sodique peut provoquer l'effet indésirable de « vrillage » post mortem au site d'injection, ce qui peut rendre difficile la collecte de certaines données, telles que la longueur du corps (Conroy et al. 2009).

Malgré les avantages de l'euthanasie chimique, bon nombre des options disponibles à cette fin sont des substances contrôlées.


Armoires de biosécurité

Une enceinte de biosécurité (BSC) est un dispositif de confinement primaire utilisé avec du matériel biologique. Lors de la manipulation d'agents biologiques, c'est l'équivalent biologique de l'utilisation de produits chimiques dangereux à l'intérieur d'une hotte. Comme une hotte chimique, une armoire de sécurité biologique protège l'utilisateur des matières dangereuses en utilisant un flux d'air directionnel. Les armoires de biosécurité diffèrent en ce que l'air est également filtré HEPA, ce qui élimine les contaminants biologiques.

L'enceinte la plus courante est l'enceinte de biosécurité de classe II de type A2, bien qu'il existe de nombreux autres types d'équipements de ventilation.

L'enceinte de biosécurité de classe II de type A2 est l'enceinte la plus courante sur le campus. Il utilise un rideau d'air et des filtres HEPA pour fournir à la fois un confinement et un environnement stérile.

Les enceintes de biosécurité peuvent être utilisées avec n'importe quel agent biologique, y compris les bactéries, les virus, les vecteurs viraux, les champignons, les parasites, les tissus humains/animaux et les lignées cellulaires, et les prions. Ils ne doivent pas être utilisés avec :

  • De grandes quantités de produits chimiques volatils ou toxiques
  • Produits chimiques inflammables concentrés
  • Radionucléides volatils
  • Flammes nues (pour plus d'informations, consultez la section Politiques ci-dessous)

Une enceinte de biosécurité offre trois niveaux de protection :

  1. Personnel — Le rideau d'air et les filtres HEPA protègent les utilisateurs des aérosols dangereux générés à l'intérieur de la chambre
  2. Protection des échantillons — La recirculation et l'air filtré HEPA unidirectionnel protègent les échantillons de la contamination par l'air de laboratoire non stérile
  3. Laboratoire/Protection de l'environnement — L'échappement filtré HEPA du haut de l'armoire protège l'environnement du laboratoire de la contamination par les aérosols dangereux générés à l'intérieur de la chambre

Les filtres HEPA (High-Efficiency Particulate Air ou High-Efficiency Particulate Arresting Filters) sont des filtres fibreux qui éliminent les particules de l'air qui les traverse. Les filtres HEPA sont constitués d'un cadre en métal ou en bois contenant une longue bande pliée de fibre de cellulose ou de borosilicate. Les bords sont scellés avec de l'époxy ou du polyuréthane.

Pour être désigné comme HEPA, le filtre doit éliminer 99,97 % de toutes les particules d'une taille de 0,3 um. Cette taille de particule est la taille de particule la plus pénétrante (MPP).

  • Le matériau fibreux est utilisé pour séparer le matériel biologique de l'air passant à travers le filtre
  • Les particules sont « piégées » par les fibres et éliminées de l'air lorsqu'il traverse le filtre
  • Plusieurs feuilles pliées de matériau fibreux augmentent considérablement la surface du filtre
  • L'augmentation de la surface augmente considérablement l'efficacité de la filtration

Les filtres HEPA éliminent les aérosols biologiques par plusieurs mécanismes :

  • Les particules en mouvement rapide sont filtrées par impact direct avec des fibres
  • Les grosses particules sont éliminées par effet de tension lorsque les particules sont piégées entre deux fibres
  • Les particules plus petites sont éliminées par interception
  • De très petites particules se déplacent par mouvement brownien et sont éliminées par diffusion lorsqu'elles entrent en contact avec les fibres
  • Les particules chargées négativement (comme certaines particules virales) sont éliminées par attraction électrostatique à la charge légèrement positive des fibres
  1. L'air ambiant non stérile est aspiré à l'avant de l'armoire et se mélange à l'air contaminé de la chambre
  2. Air contaminé :
    • poussé sous la surface de travail
    • puis tiré par le plénum
    • puis poussé à travers les filtres HEPA par le moteur du ventilateur de l'armoire
  3. Environ 30% de l'air passe à travers le filtre HEPA d'échappement en haut de l'armoire et recircule dans la pièce ou est éliminé par l'échappement de la verrière
  4. Environ 70 % de l'air passe à travers le filtre HEPA d'alimentation, pénètre dans l'armoire par le haut et reflue sur les surfaces de travail sous un flux unidirectionnel

Il existe trois types de connexion différents pour les enceintes de biosécurité (BSC) :

  1. Armoires de biosécurité sans conduits ou à recirculation (également appelées sans conduits ou autoportantes)
  2. Armoires de biosécurité connectées auvent/dé à coudre
  3. Armoires de biosécurité à conduits durs/directs (ne sont plus conformes à la NSF)
  • Les armoires de classe II de type A2 sont conçues pour fonctionner indépendamment de l'évacuation du bâtiment ou de la pièce (BSC non canalisé)
  • Le matériel biologique passe à travers le filtre HEPA d'échappement de l'armoire et est retiré
  • L'air évacué peut être recyclé en toute sécurité dans le laboratoire si vous manipulez du matériel biologique dans le confinement BL1 ou BL2
  • Les produits chimiques volatils ou toxiques et les radionucléotides volatils nécessitent une armoire connectée à un auvent
  • La plupart des travaux au confinement BL2+ nécessitent une armoire connectée à la verrière comme précaution supplémentaire pour certaines recherches BL2+, le PI peut demander une exemption au CAB/ESCRO qui sera examinée au cas par cas

Les armoires de classe II de type A2 peuvent être connectées à l'évacuation du bâtiment grâce à l'ajout d'un auvent ou d'une connexion à cosse :

  • Cela laisse un petit espace d'air entre l'échappement de l'armoire et le raccordement à l'échappement du bâtiment qui évite les problèmes d'inversion du flux d'air des armoires à conduit dur décrites ci-dessous
  • Un auvent peut être utilisé avec des quantités infimes de produits chimiques volatils ou toxiques ou de radionucléides volatils
  • Les filtres HEPA n'élimineront pas les produits chimiques, mais ces particules seront évacuées par l'échappement du bâtiment
  • Si l'échappement du bâtiment échoue, la canopée permettra à l'échappement de retourner dans la pièce plutôt que de pressuriser et de renvoyer de l'air non filtré HEPA dans le visage de l'opérateur
  • La norme NSF 49 demande également l'ajout d'une alarme de débit d'air de la canopée qui avertit les opérateurs que l'échappement du bâtiment n'est plus suffisant pour éliminer l'air d'échappement de la canopée (voir ci-dessous)

La norme NSF 49 exige que les enceintes de biosécurité de classe II de type A2 connectées à un auvent disposent d'une alarme de débit d'air. Les alarmes de flux d'air surveillent le flux d'air passant à travers la canopée et mesurent s'il est suffisant pour capturer l'air d'échappement sortant de l'armoire :

  • Lorsque le flux d'air est perturbé (généralement parce qu'un ventilateur d'extraction est en panne ou a perdu sa capacité), l'alarme alertera l'opérateur qu'il a perdu le confinement des gaz d'échappement et que l'armoire recircule maintenant dans le laboratoire
  • Cette ne fait pas poser un risque pour la sécurité des expériences seul la manipulation d'agents biologiques puisque l'air évacué a déjà traversé les filtres HEPA
  • Pour les expériences utilisant des quantités infimes de produits chimiques toxiques volatils ou de radionucléides volatils, cela pourrait entraîner un risque d'exposition en fonction de la nature et de la concentration du matériau

Les alarmes peuvent être intégrées dans l'armoire ou installées en tant que matériel séparé.

États d'alarme

Les états suivants font référence à un style d'alarme courant : l'alarme Rooster de Degree Controls Inc. D'autres styles d'alarme peuvent présenter de légères variations.

État prêt/normal

  • L'alarme fonctionne correctement
  • Échappement du bâtiment approprié pour capturer l'échappement de la canopée
  • Généralement indiqué par un voyant VERT pour le Coq la LED Verte clignote toutes les 2 secondes
  • Si le débit d'air descend en dessous du seuil pendant plus de 5 secondes, l'alarme passe en état d'alarme

État de l'alarme

  • Indique un faible débit d'air d'échappement du bâtiment
  • Le voyant rouge clignote rapidement et une alarme sonore retentit
  • L'alarme audio peut être désactivée en appuyant sur le bouton « Reset » ou « Mute », le voyant rouge continuera à clignoter
  • L'alarme revient automatiquement à l'état de fonctionnement normal lorsque le flux d'air approprié est rétabli (il s'agit d'un paramètre par défaut pour les alarmes Rooster mais peut varier avec d'autres alarmes en fonction du style et des paramètres de l'alarme)

État d'erreur

Certaines alarmes telles que l'alarme Rooster ont un état d'erreur représenté par un voyant d'avertissement jaune. Cet état indique que l'alarme a reçu un défaut (parfois causé par une panne de courant) :

  • Le bouton de réinitialisation s'allumera en jaune et une alarme sonore retentira
  • Débranchez l'alimentation de l'alarme, attendez 10 secondes, rétablissez la prise d'alimentation
  • L'alarme redémarrera et reviendra automatiquement à l'état normal
  • Si le moniteur passe à nouveau en état d'alarme, l'échappement du bâtiment est problématique et vous devez répéter les étapes précédentes

Réponse de l'opérateur

L'action d'intervention variera selon le type de matériau utilisé :

  • Pour le matériel biologique uniquement (pas de produit chimique toxique ou de radionucléide volatil) –
    • Désactiver l'alarme sonore en appuyant sur le bouton « Reset » ou « Mute »
    • Terminez votre expérience
    • Arrêter le test et fermer le volet
    • Désactiver l'alarme sonore en appuyant sur le bouton « Reset » ou « Mute »
    • Alertez votre représentant EHS et placez un panneau d'avertissement sur l'armoire
    • Informer le coordinateur EHS (peut varier selon le département, le laboratoire ou le centre)
    • Contactez les installations du MIT et demandez-leur de vérifier l'échappement du bâtiment
    • Si l'évacuation du bâtiment est suffisante, contactez votre fournisseur de certification BSC pour inspecter l'alarme

    Selon une mise à jour 2016 de la norme NSF/ANSI 49, armoires de classe II de type A2 peut non plus être connecté directement à l'évacuation du bâtiment (conduit dur ou direct) pour les raisons de sécurité suivantes :

    • Si l'échappement du bâtiment tombe en panne, les moteurs internes de l'enceinte de biosécurité continueront de fonctionner, provoquant une pressurisation des conduits
    • La pressurisation n'est pas suffisante pour pousser l'air d'échappement à travers les conduits vers l'évent d'échappement du toit
    • Le flux d'air s'inversera et soufflera de l'air non filtré HEPA hors du châssis et dans le visage de l'opérateur, ce qui entraînera une exposition potentielle

    Pour ces raisons, utilisez les directives suivantes :

    • Les recertificateurs peuvent plus maintenant certifier les armoires à gaine directe ou dure
    • Toutes les enceintes de biosécurité nouvellement installées doivent être sans conduits ou raccordées à un auvent pour se conformer aux normes NSF 49 mises à jour
    • Les conduits durs existants ont été modifiés dans le cadre d'un projet d'installations à l'échelle du campus
    • Si vous avez toujours une enceinte de biosécurité à conduits rigides de classe II de type A2, contactez votre responsable de la biosécurité pour obtenir des conseils.

    Noter: D'autres types d'enceintes de biosécurité (classe II type B1/B2 et certaines enceintes de type C1) doivent toujours être équipées de conduits rigides. Ces armoires traitent de plus grandes quantités de produits chimiques toxiques volatils ou de radionucléides, et ce style d'armoire est doté de dispositifs de verrouillage qui éteignent le moteur de la soufflante si le ventilateur d'extraction du bâtiment/de la pièce tombe en panne. L'armoire déclenche également l'alarme et les utilisateurs sont invités à fermer le châssis et à contacter les installations.

    Les meilleures pratiques suivantes vous protégeront et aideront à maintenir la stérilité de vos échantillons tout en utilisant une enceinte de biosécurité. Le programme de biosécurité offre une formation aux utilisateurs qui découvrent les enceintes de biosécurité ou qui souhaitent une discussion plus approfondie sur les caractéristiques et les opérations de sécurité.

    • Allumez le ventilateur et la lumière, laissez l'armoire fonctionner pendant 2 à 3 minutes avant de l'utiliser pour purger l'air stagnant à l'intérieur du BSC
    • Assurez-vous que le châssis de la fenêtre est à la bonne hauteur de fonctionnement (généralement 8 ou 10 pouces selon les instructions du fabricant)
    • Surveillez les alarmes, le manomètre ou les indicateurs de débit pour détecter toute fluctuation importante. Un morceau de tissu ou Kimwipe tenu à l'ouverture du châssis est un test rapide pour s'assurer que l'armoire a une bonne circulation d'air (le tissu doit être tiré vers l'intérieur)
    • Évitez d'introduire de la peau exposée dans la chambre : les gants doivent être placés sous le revers de votre blouse de laboratoire ou votre blouse de laboratoire doit être placée sous le revers de votre gant (selon vos préférences)
    • Vaporisez un désinfectant approprié sur une serviette en papier et essuyez les surfaces de l'armoire de l'arrière vers l'avant (propre à sale) un outil tel qu'une poignée plus rapide peut être utilisé pour les espaces difficiles d'accès – Ne pas placez votre tête à l'intérieur de l'armoire
    • Essuyez tous les matériaux avec un désinfectant (généralement 70 % d'éthanol) avant de les placer à l'intérieur de la chambre pour garantir le maintien d'un environnement stérile
    • Assurez-vous que les grilles arrière et avant sont dégagées
      • L'équipement près des grilles arrière doit être à au moins 1 pouce des grilles
      • Ne placez rien sur les grilles avant (tels que des cahiers de laboratoire ou des protocoles)

      Apportez tout le matériel dans la chambre avant de commencer l'expérience et effectuez des expériences à au moins 4 à 6 pouces au-delà de la grille avant pour assurer le meilleur flux d'air unidirectionnel et le meilleur confinement.

      Évitez de perturber le rideau d'air :

      • Utilisez des mouvements lents et contrôlés
      • Si vous devez faire entrer et sortir des objets de la chambre, déplacez-vous en utilisant un mouvement vers l'intérieur et l'extérieur
      • Évitez de déplacer vos mains d'un côté à l'autre
      • Évitez la circulation lorsque vous travaillez dans l'armoire - toute personne passant à côté perturbera le rideau d'air

      Les déchets doivent être conservés à l'intérieur de l'armoire et retirés uniquement à la fin de l'expérience – cela évite des perturbations fréquentes du rideau d'air.

      Travailler de « propre » à « sale » :

      • Les supports et la verrerie “Clean” (stériles) sont rangés sur un côté de l'armoire
      • La manipulation se fait au centre de l'armoire pour éviter la contamination croisée
      • Au fur et à mesure que le matériau devient « sale » (contaminé), il est déplacé vers le côté opposé de l'armoire et collecté en tant que déchet biologiquement dangereux

      Si nécessaire, utilisez une ligne d'aspiration à vide correctement configurée :

      • Placez un filtre hydrophobe* ou HEPA avant que les filtres de la ligne d'aspiration ne soient directionnels, assurez-vous donc que le filtre fait face au flacon de trop-plein
      • Ajouter un volume approprié de désinfectant dans le flacon primaire pour désinfecter le volume final de liquide. La dilution 1:10 (v/v) d'eau de Javel domestique doit être renouvelée chaque semaine pour assurer l'efficacité de la désinfection
      • Si les flacons sont sur le sol, placez-les dans un récipient secondaire tel qu'un bac en plastique pour contenir tout déversement si les flacons sont renversés
      • Placez un autocollant de danger biologique sur le flacon de collecte primaire ou le conteneur secondaire

      *Les filtres hydrophobes sont disponibles via VWR – article #55095-006, 28137-858 ou 28137-737

      Ne pas utiliser de flamme nue dans une enceinte de biosécurité :

      • La chambre est un environnement stérile et ne nécessite pas de source de chaleur pour la stérilité
      • Des boucles/écarteurs jetables ou autoclavables sont disponibles pour remplacer la stérilisation à la flamme des boucles métalliques ou des écarteurs en métal/plaque de verre
      • La chaleur d'une flamme nue perturbera les courants d'air unidirectionnels dans la chambre et peut entraîner une contamination croisée des échantillons
        • Baker a récemment fourni des données de test qui montrent une contamination croisée potentielle des échantillons due à l'utilisation d'une source de chaleur à l'intérieur d'un BSC
        • Pour plus d'informations, visitez Baker BSC Mythbusters : https://bakerco.com/communication/bsc-mythbusters/
        • Lorsque vous avez terminé, laissez le ventilateur BSC fonctionner pendant 2-3 minutes pour purger tout l'air de la chambre
        • Essuyez les matériaux avec un désinfectant chimique approprié et retirez tout de l'armoire
        • Essuyez les surfaces des armoires avec un désinfectant chimique approprié en allant des zones propres aux zones sales
        • Éteignez l'armoire, fermez le châssis, retirez l'équipement de protection individuelle et lavez-vous les mains

        Remarques sur les lampes UV :

        • Les lampes UV ne constituent pas une méthode de désinfection fiable - une désinfection chimique et une utilisation appropriée des armoires sont suffisantes pour maintenir la stérilité
        • Ne sont plus recommandés par l'American Biological Safety Association (ABSA International, 2000), la NSF (2004) ou les Centers for Disease Control (CDC, 2009)
        • N'ont pas de normes de vérification des performances pour tester l'efficacité de la désinfection
        • Les ampoules ont une durée de conservation limitée
        • La recherche a révélé que les laboratoires n'entretenaient pas les ampoules (remplacez tous les 6 mois et essuyez chaque semaine pour éliminer les particules)
        • Les armoires plus récentes ne sont plus construites avec des lampes UV comme option par défaut
        • Veuillez consulter la section Lumière UV pour plus d'informations pour les laboratoires qui choisissent d'utiliser des lumières UV

        Les enceintes de biosécurité doivent être inspectées et certifiées annuellement par un technicien qualifié. Il est de la responsabilité du laboratoire et du PI de planifier ce service avant la date d'expiration de la certification actuelle. De plus, les BSC’ doivent être désinfectés et nettoyés avant et après chaque utilisation. Sur une base annuelle ou semestrielle, le puisard sous le plan de travail doit être nettoyé pour éviter la contamination :

        Les National Institutes of Health (NIH) exigent que les armoires de biosécurité soient certifiées chaque année. Les laboratoires qui mènent des recherches dans un BSC qui n'a pas été correctement certifié sont en violation des directives du NIH et pourraient voir leur financement affecté. La norme NSF/ANSI 49 traite des normes de certification requises pour une certification appropriée des enceintes de biosécurité :

        • Les laboratoires sont tenus de s'assurer que leurs armoires sont certifiées sur une base annuelle
        • Les laboratoires appellent une entreprise de certification accréditée pour effectuer la certification
        • Chaque PI est responsable de s'assurer que ses armoires sont correctement certifiées, bien que certains DLC puissent programmer une certification pour leurs laboratoires de recherche.
        • La certification annuelle coûte généralement entre 125 et 200 $

        La certification teste les paramètres suivants :

        • Les filtres HEPA sont confrontés à une particule et les niveaux de pénétration sont mesurés pour garantir l'intégrité du filtre
        • Tous les modèles de flux d'air et les débits sont vérifiés et ajustés pour s'assurer qu'ils répondent aux paramètres du fabricant
        • Les alarmes de débit d'air sur les armoires connectées à la verrière sont testées et calibrées

        Plusieurs fournisseurs connaissent le campus du MIT et ont été approuvés par Biosafety. Si vous envisagez un autre fournisseur, veuillez contacter votre responsable de la biosécurité pour obtenir des conseils. Les fournisseurs ci-dessous travaillent généralement sur le campus :

        Décontaminez les surfaces de travail du BSC avec un désinfectant approprié avant utilisation et après chaque expérience. Les désinfectants appropriés peuvent inclure :

        • Un produit enregistré EPA tel que quatricide, PREempt, spray professionnel Lysol, etc.
        • L'eau de Javel à 10 % (concentration finale de 0,5 % de NaOCl) peut être utilisée sur une enceinte de biosécurité, mais vous doit suivre toujours avec de l'eau stérile ou une étape de rinçage à l'éthanol à 70 % pour éviter la corrosion des surfaces de travail en acier inoxydable
        • L'éthanol à 70% peut être utilisé pour le travail végétatif ou viral enveloppé mais il a un temps de contact limité dans un BSC en raison des débits d'air élevés (il s'évapore rapidement)

        Les articles conservés dans le BSC peuvent être une source de contamination et doivent être décontaminés en surface entre les expériences.

        Tous les 6 à 12 mois, nettoyez le puisard sous le plan de travail :

        • Gardez le BSC en marche et le châssis au niveau de travail (8 à 10 pouces) pour maintenir le confinement
        • Ne mettez pas votre tête à l'intérieur de la chambre
        • Décontaminer la surface de travail et les côtés avant le levage
        • Décontaminez toujours la surface du fond de la surface de travail avant de la retirer de l'armoire
        • Il s'agit généralement d'un travail à deux
        • Les armoires plus récentes peuvent avoir des languettes pour maintenir la surface de travail surélevée pendant le nettoyage
        • Les armoires plus anciennes peuvent avoir des obstacles que vous devrez contourner
        • La surface de travail peut devoir être retirée de l'armoire pour accéder au puisard

        Les entreprises de certification peuvent également souvent effectuer des réparations sur un BSC. Une recertification est requise après toute réparation.

        Filtres HEPA

        • Peut durer de 5 à 10 ans ou plus selon l'utilisation et les conditions du laboratoire (c'est-à-dire l'humidité et la propreté de l'air du laboratoire)
        • Les filtres de remplacement nécessitent une décontamination gazeuse complète du BSC avant que les filtres puissent être remplacés et les anciens filtres retirés
        • La plupart des armoires ont 2 filtres – une alimentation et un échappement (certains modèles d'armoires peuvent avoir un troisième filtre)
        • Il s'agit généralement d'un processus de 2 jours

        Moteur de la soufflante

        • Les moteurs de soufflante peuvent durer une décennie ou plus
        • En vieillissant, ils perdent de leur capacité et doivent être remplacés
        • L'armoire doit être décontaminée au gaz avant de pouvoir remplacer le moteur
        • Il s'agit généralement d'un processus de 2 jours

        Capteurs, châssis et commandes

        • Ces pièces peuvent s'user avec le temps
        • Ils peuvent nécessiter une décontamination gazeuse selon l'endroit où se trouve la pièce et si elle a pu entrer en contact avec de l'air contaminé

        Une décontamination gazeuse est requise avant le remplacement des filtres HEPA, la réparation des moteurs de soufflante ou l'élimination d'un BSC. Il existe plusieurs méthodes :

        Le peroxyde d'hydrogène en phase vapeur (VHP) est la méthode préférée :

        • Temps de décontamination plus court
        • Généralement un processus de nuit
        • Risque de sécurité chimique inférieur à celui du gaz formaldéhyde
        • L'armoire est scellée pendant la décontamination, mais le laboratoire est généralement inaccessible pendant 8 heures
        • Coûte généralement environ 500 $
        • Temps de décontamination plus long (généralement 24 heures)
        • Risque de sécurité chimique plus élevé en raison
        • Le gaz doit être lavé après décontamination
        • Armoire scellée mais le laboratoire est inaccessible pendant la décontamination
        • Coûte généralement environ 500 $

        L'utilisation de la stérilisation à la lumière UV a été un aliment de base traditionnel du travail de culture de tissus stériles dans les BSC. Cependant, les directives actuelles ne recommandent pas de s'appuyer sur la stérilisation UV pour assurer la désinfection, car plusieurs études ont révélé que les laboratoires n'entretenaient pas correctement leurs lampes UV et qu'il n'y avait pas de normes établies pour tester les lampes UV. Les lampes UV ne sont pas testées lors de la certification annuelle.

        MIT Biosafety ne recommande pas l'utilisation de lampes UV. Pour plus d'informations, veuillez consulter les rubriques ci-dessous.

        Les lampes UV ne sont efficaces que pour la décontamination de surface des zones exposées à la lumière UV. Les zones à l'ombre des équipements ou sous le papier/plastique ne seront pas décontaminées.

        Les ampoules UV ont une durée de vie limitée avant de perdre leur efficacité :

        • Durée de conservation moyenne de 6 à 8 mois
        • La lumière brillera en bleu même après expiration
        • Seulement 85% d'efficacité après 6000 heures d'utilisation

        Des particules peuvent s'accumuler à la surface de l'ampoule :

        Il n'y a pas de normes NSF/ANSI pour les tests et elles ne sont pas testées lors de la certification annuelle du BSC.

        Les lampes UV ne sont plus recommandées par :

        • Association américaine de sécurité biologique (ABSA International, 2000)
        • Fondation nationale pour l'assainissement (NSF International 2004)
        • Centres de contrôle et de prévention des maladies (CDC , 2009)

        Les recherches ont montré que les laboratoires ne remplaçaient pas et n'entretenaient pas régulièrement les ampoules, ce qui générait un faux sentiment de sécurité concernant la stérilité.

        Les armoires plus récentes ne sont pas construites avec des lampes UV et les lampes UV doivent être ajoutées en tant que fonction personnalisée (coût supplémentaire requis).

        L'utilisation de la lumière UV peut entraîner une exposition et des dommages au contact de la peau ou des yeux.

        • Utilisez toujours un désinfectant chimique avant et après l'utilisation du BSC. La stérilisation UV ne peut pas être utilisée comme méthode principale de désinfection
        • N'utilisez pas de lampes UV pendant que des recherches sont effectuées dans l'armoire.
        • Minimisez l'équipement stocké dans le BSC pour éviter une exposition inutile.
        • Utilisez un temps d'exposition approprié :
          • La plupart des agents sont inactivés après 10-15 minutes
          • Le temps de stérilisation maximum doit être limité à 30 minutes – après 30 minutes, il n'y a aucun avantage supplémentaire
          • Éteignez la lumière UV après le temps de stérilisation pour conserver la durée de vie et l'énergie de l'ampoule (durabilité)

          Pour plus d'informations, veuillez consulter les articles suivants :

          • Association américaine de sécurité biologique (2000). Document de position sur l'utilisation des lumières ultraviolettes dans les enceintes de sécurité biologique
          • Burgerner, J. (2006). Document de position sur l'utilisation des lumières ultraviolettes dans les enceintes de biosécurité. Biosécurité appliquée 11 (4) : 228-230
          • Meechan P, Wilson C (2006). Utilisation des lumières ultraviolettes dans les enceintes de sécurité biologique : une vue contraire. Biosécurité appliquée 11 (4) : 222-227
          • Centres de contrôle et de prévention des maladies Les National Institutes of Health. Biosécurité dans les laboratoires microbiologiques et biomédicaux. 5e éd. Washington DC. 2009
          • NSF International (NSF) Institut national américain de normalisation (ANSI). Norme NSF/ANSI 49-2007. Armoires de sécurité biologique de classe II (flux laminaire). Ann Arbor (MI) 2004

          Gardez l'armoire en marche pour contenir les aérosols et suivez le protocole de nettoyage biologique normal en cas de déversement :

          • Gardez le cabinet en marche
          • Évaluez la situation et assurez-vous que vous portez un EPI approprié
          • Rassemblez votre kit de déversement biologique et le désinfectant approprié
          • Couvrir le déversement avec des serviettes en papier
          • Saturer les serviettes en papier de désinfectant
          • Prévoyez 10 minutes de temps de contact
          • Ramassez les serviettes en papier et les débris avec des pinces et éliminez-les comme biodéchets ou biosharps (pour tout verre brisé)
          • Désinfectez la surface pour éliminer toute contamination résiduelle et attendez 5 à 10 minutes ou jusqu'à ce qu'elle sèche à l'air
          • Rincer avec de l'éthanol à 70% ou de l'eau stérile pour éliminer le désinfectant résiduel (ceci est nécessaire si vous utilisez de l'eau de Javel à 10%)
          • Jetez toutes les serviettes en papier comme déchets biologiques, enlevez les gants et lavez-vous les mains
          • Gardez le cabinet en marche
          • Évaluez la situation et assurez-vous que vous portez un EPI approprié
          • Rassemblez votre kit de déversement biologique et le désinfectant approprié
          • Assurez-vous que le robinet de vidange est fermé
          • Verser le désinfectant sur la surface et à travers les grilles
          • Prévoyez au moins 10 minutes de temps de contact
          • Utilisez des serviettes en papier pour absorber le désinfectant résiduel de la surface de travail
          • Ramassez les serviettes en papier et les débris avec des pinces et éliminez-les comme biodéchets ou biosharps (pour tout verre brisé)
          • Connectez le tuyau flexible à la vanne de vidange
          • Vidanger le bassin dans un récipient rempli de désinfectant
          • Soulevez la surface de travail
          • Décontaminer le puisard (voir la section d'entretien ci-dessus pour plus de détails) avec un désinfectant approprié et attendre 5 à 10 minutes
          • Rincer avec de l'éthanol à 70% ou de l'eau stérile pour éliminer le désinfectant résiduel (ceci est nécessaire si vous utilisez de l'eau de Javel à 10%)
          • Jetez toutes les serviettes en papier comme déchets biologiques, enlevez les gants et lavez-vous les mains

          Les chercheurs devraient recevoir une formation avant de travailler dans un BSC. Souvent, les laboratoires auront un chercheur plus expérimenté pour former un nouveau membre du laboratoire. Biosafety peut fournir une formation sur le cabinet de biosécurité (EHS00257C) sur demande. Cette formation est recommandée même pour les utilisateurs expérimentés débutant au MIT, mais n'est actuellement pas requise à moins que les chercheurs ne travaillent dans des laboratoires de confinement BL2+.

          Le Comité sur l'évaluation des risques biologiques (le CAB/ESCRO) fait fonction de Comité institutionnel de biosécurité (IBC) du MIT. Selon la politique, aucune flamme nue n'est autorisée dans un BSC et les BSC nouvellement installés peuvent ne pas être raccordé à une source de gaz.

          Contactez le Programme de biosécurité (BSP) pour obtenir des conseils et des consultations supplémentaires si vous envisagez de déplacer un BSC ou d'en acheter un nouveau.

          Il existe une variété de styles différents d'équipements de ventilation utilisés dans différentes conditions. Certains assurent le confinement, d'autres non. La nature de votre matériel et si le matériel doit être manipulé dans un environnement stérile déterminera le type de ventilation dont vous avez besoin. Même différents styles de BSC peuvent varier en fonction et en protection fournie.

          Les hottes chimiques sont utilisées pour protéger le personnel des vapeurs chimiques toxiques. Les produits chimiques dangereux sont manipulés à l'intérieur de la chambre de la hotte. L'air à passage unique aspire les fumées toxiques à travers les ventilateurs d'extraction du bâtiment et laisse une cheminée d'air au sommet du bâtiment. Les hottes peuvent être à débit constant (moins écoénergétiques) ou à débit variable (plus écoénergétiques car le débit d'air est ajusté selon que la hotte est utilisée ou non).

          Principales caractéristiques:

          • Manque de moteur de ventilateur interne et dépend donc entièrement du ventilateur d'extraction du bâtiment pour fournir un flux d'air
          • À utiliser avec des produits chimiques toxiques
          • Assure la protection du personnel uniquement
          • Aucun filtre HEPA fourni, l'espace de travail est donc un environnement non stérile (pas de protection du produit)
          • Pas de filtres HEPA d'échappement (donc pas de protection de l'environnement contre la concentration chimique d'agents biologiques réduite à des niveaux acceptables par dilution avec l'air ambiant)

          Les hottes à paillasse propre ou à flux laminaire sont destinées à être utilisées avec des travaux stériles non dangereux (tels que la PCR ou la préparation de milieux). Ils ne doivent pas être utilisés avec des matières dangereuses (y compris des matières biologiques, des produits chimiques dangereux ou des radionucléides).

          Principales caractéristiques:

          • Pour une utilisation avec des travaux stériles non dangereux (tels que la PCR ou la préparation de milieux)
          • Le filtre HEPA d'alimentation offre une protection du produit
          • Pas de filtre HEPA d'échappement (donc pas de protection du personnel ou de l'environnement)

          Certaines hottes à flux laminaire peuvent être facilement confondues avec une enceinte de biosécurité en un coup d'œil. Si l'instrument souffle de l'air dans votre visage, il est ne pas une enceinte de biosécurité et n'offre aucun confinement.

          Les stations de transfert d'animaux ou de changement de cage sont généralement utilisées pour réduire les allergènes lors du travail avec les animaux. Elles doivent ne pas être utilisé avec des animaux contenant des matières dangereuses, notamment des matières biologiques, des produits chimiques dangereux ou des radionucléides.

          Principales caractéristiques:

          • Les filtres HEPA fournissent une certaine protection du produit
          • Le filtre HEPA d'échappement offre une certaine protection de la pièce
          • Ne fournit pas une protection complète du personnel ou de l'environnement puisque le châssis est ouvert

          C'est le style original de l'armoire de biosécurité.

          Principales caractéristiques:

          • Fournit uniquement la protection du personnel et de l'environnement
          • Filtre HEPA sans alimentation (pas de protection du produit) ne pas une chambre stérile
          • Largement remplacé par des armoires de biosécurité de classe II
          • Uniquement utilisé dans des circonstances particulières où la protection du produit n'est pas nécessaire

          Il s'agit d'un ancien style d'enceinte de biosécurité.

          Principales caractéristiques:

          • Similaire à la Classe II Type A2, sauf que le plénum est sous pression positive en raison de l'emplacement du moteur
          • Assure la protection du personnel, des produits et de l'environnement
          • Exige que le joint de plénum soit testé contre les fuites lors de la recertification annuelle
          • Risque de sécurité accru car une fuite du joint de plénum pourrait entraîner une fuite d'air non filtré HEPA et contaminé dans le laboratoire
          • Largement remplacé par des armoires de classe II de type A2

          Ce BSC est utilisé pour les travaux biologiques avec des concentrations plus élevées de produits chimiques dangereux.

          Principales caractéristiques:

          • Armoire à « échappement partiel » dans laquelle le travail effectué dans la partie avant de la chambre est recirculé et le travail effectué à l'arrière de la chambre est complètement épuisé
          • Travaux chimiques dangereux effectués à l'arrière de la chambre pour un échappement complet
          • Moteur de soufflante interverrouillé avec le ventilateur d'extraction du bâtiment
            • Si l'échappement du bâtiment échoue, le moteur du ventilateur s'éteint pour éviter la pressurisation
            • Protège l'opérateur de l'exposition à des matières biologiques et chimiques dangereuses

            Les BSC sont utilisés pour des travaux biologiques impliquant des concentrations plus élevées de produits chimiques dangereux.

            Principales caractéristiques:

            • Similaire à une hotte chimique avec filtres HEPA
            • Armoire « Total Exhaust » car aucun air n'est recirculé (air à passage unique)
            • Moteur de soufflante interverrouillé avec le ventilateur d'extraction du bâtiment
              • Si l'échappement du bâtiment échoue, le moteur du ventilateur s'éteint pour éviter la pressurisation
              • Protège l'opérateur de l'exposition à des matières biologiques et chimiques dangereuses

              Il s'agit d'un nouveau style d'enceinte qui peut fonctionner soit comme une enceinte de classe II de type A2 soit comme une enceinte de classe II de type B. Actuellement, un seul fournisseur fabrique cette armoire. Veuillez visiter le site Web de Labconco pour plus de détails.

              Principales caractéristiques:

              • Permet de la flexibilité puisque le type de connexion peut être modifié pour répondre aux besoins changeants de la recherche
              • Plus écoénergétiques que les armoires de classe II de type B
              • Possède des caractéristiques de sécurité améliorées pour la manipulation de produits chimiques dangereux

              Modes de fonctionnement :

              • Fonctionne sans conduits pour le matériel biologique uniquement
              • Peut être connecté à un auvent pour travailler avec du matériel biologique et de petites quantités de produits chimiques (nécessite le travail des installations du MIT pour passer ou sortir de ce mode)
              • Peut être canalisé pour travailler avec du matériel biologique et des concentrations plus élevées de produits chimiques (nécessite le travail des installations du MIT pour passer ou sortir de ce mode)

              Ces BSC ont une chambre de confinement étanche aux gaz avec un châssis scellé étanche aux gaz.

              Principales caractéristiques:

              • L'utilisateur n'a pas de contact direct avec les échantillons
              • Les échantillons entrent dans la chambre par une chambre de dérivation
              • L'utilisateur interagit avec les échantillons à travers des gants épais intégrés dans la chambre
              • Diffère d'une boîte à gants chimiques utilisée pour manipuler des produits chimiques dans des conditions de gaz inerte en ce que les BSC de classe III sont sous pression négative (l'air s'écoulerait dans la chambre depuis la pièce en cas de fuite) alors que les boîtes à gants chimiques sont généralement sous pression positive (le gaz s'écoulerait hors de la chambre dans la pièce en cas de fuite)
              • U.S. Department of Health and Human Services. U.S. Public Health Services Centers for Disease Control and Prevention U.S. National Institutes of Health (2009). Biosécurité dans les laboratoires microbiologiques et biomédicaux, 5e édition, 2009, pp.290-325.
              • Principes et pratiques de l'ABSA en matière de biosécurité, module d'équipement de confinement, 2014, Paul Meechan, Hallie Hoskins ABSA International
              • Eagleson Institute, Safety Cabinet Technology, module Introduction to Biological Safety Cabinets, 2016, Dave Stuart

              Une enceinte de biosécurité (BSC) est un dispositif de confinement primaire utilisé avec du matériel biologique. Lors de la manipulation d'agents biologiques, c'est l'équivalent biologique de l'utilisation de produits chimiques dangereux à l'intérieur d'une hotte. Comme une hotte chimique, une armoire de sécurité biologique protège l'utilisateur des matières dangereuses en utilisant un flux d'air directionnel. Les armoires de biosécurité diffèrent en ce que l'air est également filtré HEPA, ce qui élimine les contaminants biologiques.

              L'enceinte la plus courante est l'enceinte de biosécurité de classe II de type A2, bien qu'il existe de nombreux autres types d'équipements de ventilation.

              L'enceinte de biosécurité de classe II de type A2 est l'enceinte la plus courante sur le campus. Il utilise un rideau d'air et des filtres HEPA pour fournir à la fois un confinement et un environnement stérile.

              Les enceintes de biosécurité peuvent être utilisées avec n'importe quel agent biologique, y compris les bactéries, les virus, les vecteurs viraux, les champignons, les parasites, les tissus humains/animaux et les lignées cellulaires, et les prions. Ils ne doivent pas être utilisés avec :

              • De grandes quantités de produits chimiques volatils ou toxiques
              • Produits chimiques inflammables concentrés
              • Radionucléides volatils
              • Flammes nues (pour plus d'informations, consultez la section Politiques ci-dessous)

              Une enceinte de biosécurité offre trois niveaux de protection :

              1. Personnel — Le rideau d'air et les filtres HEPA protègent les utilisateurs des aérosols dangereux générés à l'intérieur de la chambre
              2. Protection des échantillons — La recirculation et l'air filtré HEPA unidirectionnel protègent les échantillons de la contamination par l'air de laboratoire non stérile
              3. Laboratoire/Protection de l'environnement — L'échappement filtré HEPA du haut de l'armoire protège l'environnement du laboratoire de la contamination par les aérosols dangereux générés à l'intérieur de la chambre

              Les filtres HEPA (High-Efficiency Particulate Air ou High-Efficiency Particulate Arresting Filters) sont des filtres fibreux qui éliminent les particules de l'air qui les traverse. Les filtres HEPA sont constitués d'un cadre en métal ou en bois contenant une longue bande pliée de fibre de cellulose ou de borosilicate. Les bords sont scellés avec de l'époxy ou du polyuréthane.

              Pour être désigné comme HEPA, le filtre doit éliminer 99,97 % de toutes les particules d'une taille de 0,3 um. Cette taille de particule est la taille de particule la plus pénétrante (MPP).

              • Le matériau fibreux est utilisé pour séparer le matériel biologique de l'air passant à travers le filtre
              • Les particules sont « piégées » par les fibres et éliminées de l'air lorsqu'il traverse le filtre
              • Plusieurs feuilles pliées de matériau fibreux augmentent considérablement la surface du filtre
              • L'augmentation de la surface augmente considérablement l'efficacité de la filtration

              Les filtres HEPA éliminent les aérosols biologiques par plusieurs mécanismes :

              • Les particules en mouvement rapide sont filtrées par impact direct avec des fibres
              • Les grosses particules sont éliminées par effet de tension lorsque les particules sont piégées entre deux fibres
              • Les particules plus petites sont éliminées par interception
              • De très petites particules se déplacent par mouvement brownien et sont éliminées par diffusion lorsqu'elles entrent en contact avec les fibres
              • Les particules chargées négativement (comme certaines particules virales) sont éliminées par attraction électrostatique à la charge légèrement positive des fibres
              1. L'air ambiant non stérile est aspiré à l'avant de l'armoire et se mélange à l'air contaminé de la chambre
              2. Air contaminé :
                • poussé sous la surface de travail
                • puis tiré par le plénum
                • puis poussé à travers les filtres HEPA par le moteur du ventilateur de l'armoire
              3. Environ 30% de l'air passe à travers le filtre HEPA d'échappement en haut de l'armoire et recircule dans la pièce ou est éliminé par l'échappement de la verrière
              4. Environ 70 % de l'air passe à travers le filtre HEPA d'alimentation, pénètre dans l'armoire par le haut et reflue sur les surfaces de travail sous un flux unidirectionnel

              Il existe trois types de connexion différents pour les enceintes de biosécurité (BSC) :

              1. Armoires de biosécurité sans conduits ou à recirculation (également appelées sans conduits ou autoportantes)
              2. Armoires de biosécurité connectées auvent/dé à coudre
              3. Armoires de biosécurité à conduits durs/directs (ne sont plus conformes à la NSF)
              • Les armoires de classe II de type A2 sont conçues pour fonctionner indépendamment de l'évacuation du bâtiment ou de la pièce (BSC non canalisé)
              • Le matériel biologique passe à travers le filtre HEPA d'échappement de l'armoire et est retiré
              • L'air évacué peut être recyclé en toute sécurité dans le laboratoire si vous manipulez du matériel biologique dans le confinement BL1 ou BL2
              • Les produits chimiques volatils ou toxiques et les radionucléotides volatils nécessitent une armoire connectée à un auvent
              • La plupart des travaux au confinement BL2+ nécessitent une armoire connectée à la verrière comme précaution supplémentaire pour certaines recherches BL2+, le PI peut demander une exemption au CAB/ESCRO qui sera examinée au cas par cas

              Les armoires de classe II de type A2 peuvent être connectées à l'évacuation du bâtiment grâce à l'ajout d'un auvent ou d'une connexion à cosse :

              • Cela laisse un petit espace d'air entre l'échappement de l'armoire et le raccordement à l'échappement du bâtiment qui évite les problèmes d'inversion du flux d'air des armoires à conduit dur décrites ci-dessous
              • Un auvent peut être utilisé avec des quantités infimes de produits chimiques volatils ou toxiques ou de radionucléides volatils
              • Les filtres HEPA n'élimineront pas les produits chimiques, mais ces particules seront évacuées par l'échappement du bâtiment
              • Si l'échappement du bâtiment échoue, la canopée permettra à l'échappement de retourner dans la pièce plutôt que de pressuriser et de renvoyer de l'air non filtré HEPA dans le visage de l'opérateur
              • La norme NSF 49 demande également l'ajout d'une alarme de débit d'air de la canopée qui avertit les opérateurs que l'échappement du bâtiment n'est plus suffisant pour éliminer l'air d'échappement de la canopée (voir ci-dessous)

              La norme NSF 49 exige que les enceintes de biosécurité de classe II de type A2 connectées à un auvent disposent d'une alarme de débit d'air. Les alarmes de flux d'air surveillent le flux d'air passant à travers la canopée et mesurent s'il est suffisant pour capturer l'air d'échappement sortant de l'armoire :

              • Lorsque le flux d'air est perturbé (généralement parce qu'un ventilateur d'extraction est en panne ou a perdu sa capacité), l'alarme alertera l'opérateur qu'il a perdu le confinement des gaz d'échappement et que l'armoire recircule maintenant dans le laboratoire
              • Cette ne fait pas poser un risque pour la sécurité des expériences seul la manipulation d'agents biologiques puisque l'air évacué a déjà traversé les filtres HEPA
              • Pour les expériences utilisant des quantités infimes de produits chimiques toxiques volatils ou de radionucléides volatils, cela pourrait entraîner un risque d'exposition en fonction de la nature et de la concentration du matériau

              Les alarmes peuvent être intégrées dans l'armoire ou installées en tant que matériel séparé.

              États d'alarme

              Les états suivants font référence à un style d'alarme courant : l'alarme Rooster de Degree Controls Inc. D'autres styles d'alarme peuvent présenter de légères variations.

              État prêt/normal

              • L'alarme fonctionne correctement
              • Échappement du bâtiment approprié pour capturer l'échappement de la canopée
              • Généralement indiqué par un voyant VERT pour le Coq la LED Verte clignote toutes les 2 secondes
              • Si le débit d'air descend en dessous du seuil pendant plus de 5 secondes, l'alarme passe en état d'alarme

              État de l'alarme

              • Indique un faible débit d'air d'échappement du bâtiment
              • Le voyant rouge clignote rapidement et une alarme sonore retentit
              • L'alarme audio peut être désactivée en appuyant sur le bouton « Reset » ou « Mute », le voyant rouge continuera à clignoter
              • L'alarme revient automatiquement à l'état de fonctionnement normal lorsque le flux d'air approprié est rétabli (il s'agit d'un paramètre par défaut pour les alarmes Rooster mais peut varier avec d'autres alarmes en fonction du style et des paramètres de l'alarme)

              État d'erreur

              Certaines alarmes telles que l'alarme Rooster ont un état d'erreur représenté par un voyant d'avertissement jaune. Cet état indique que l'alarme a reçu un défaut (parfois causé par une panne de courant) :

              • Le bouton de réinitialisation s'allumera en jaune et une alarme sonore retentira
              • Débranchez l'alimentation de l'alarme, attendez 10 secondes, rétablissez la prise d'alimentation
              • L'alarme redémarrera et reviendra automatiquement à l'état normal
              • Si le moniteur passe à nouveau en état d'alarme, l'échappement du bâtiment est problématique et vous devez répéter les étapes précédentes

              Réponse de l'opérateur

              L'action d'intervention variera selon le type de matériau utilisé :

              • Pour le matériel biologique uniquement (pas de produit chimique toxique ou de radionucléide volatil) –
                • Désactiver l'alarme sonore en appuyant sur le bouton « Reset » ou « Mute »
                • Terminez votre expérience
                • Arrêter le test et fermer le volet
                • Désactiver l'alarme sonore en appuyant sur le bouton « Reset » ou « Mute »
                • Alertez votre représentant EHS et placez un panneau d'avertissement sur l'armoire
                • Informer le coordinateur EHS (peut varier selon le département, le laboratoire ou le centre)
                • Contactez les installations du MIT et demandez-leur de vérifier l'échappement du bâtiment
                • Si l'évacuation du bâtiment est suffisante, contactez votre fournisseur de certification BSC pour inspecter l'alarme

                Selon une mise à jour 2016 de la norme NSF/ANSI 49, armoires de classe II de type A2 peut non plus être connecté directement à l'évacuation du bâtiment (conduit dur ou direct) pour les raisons de sécurité suivantes :

                • Si l'échappement du bâtiment tombe en panne, les moteurs internes de l'enceinte de biosécurité continueront de fonctionner, provoquant une pressurisation des conduits
                • La pressurisation n'est pas suffisante pour pousser l'air d'échappement à travers les conduits vers l'évent d'échappement du toit
                • Le flux d'air s'inversera et soufflera de l'air non filtré HEPA hors du châssis et dans le visage de l'opérateur, ce qui entraînera une exposition potentielle

                Pour ces raisons, utilisez les directives suivantes :

                • Les recertificateurs peuvent plus maintenant certifier les armoires à gaine directe ou dure
                • Toutes les enceintes de biosécurité nouvellement installées doivent être sans conduits ou raccordées à un auvent pour se conformer aux normes NSF 49 mises à jour
                • Les conduits durs existants ont été modifiés dans le cadre d'un projet d'installations à l'échelle du campus
                • Si vous avez toujours une enceinte de biosécurité à conduits rigides de classe II de type A2, contactez votre responsable de la biosécurité pour obtenir des conseils.

                Noter: D'autres types d'enceintes de biosécurité (classe II type B1/B2 et certaines enceintes de type C1) doivent toujours être équipées de conduits rigides. Ces armoires traitent de plus grandes quantités de produits chimiques toxiques volatils ou de radionucléides, et ce style d'armoire est doté de dispositifs de verrouillage qui éteignent le moteur de la soufflante si le ventilateur d'extraction du bâtiment/de la pièce tombe en panne. L'armoire déclenche également l'alarme et les utilisateurs sont invités à fermer le châssis et à contacter les installations.

                Les meilleures pratiques suivantes vous protégeront et aideront à maintenir la stérilité de vos échantillons tout en utilisant une enceinte de biosécurité. Le programme de biosécurité offre une formation aux utilisateurs qui découvrent les enceintes de biosécurité ou qui souhaitent une discussion plus approfondie sur les caractéristiques et les opérations de sécurité.

                • Allumez le ventilateur et la lumière, laissez l'armoire fonctionner pendant 2 à 3 minutes avant de l'utiliser pour purger l'air stagnant à l'intérieur du BSC
                • Assurez-vous que le châssis de la fenêtre est à la bonne hauteur de fonctionnement (généralement 8 ou 10 pouces selon les instructions du fabricant)
                • Surveillez les alarmes, le manomètre ou les indicateurs de débit pour détecter toute fluctuation importante. Un morceau de tissu ou Kimwipe tenu à l'ouverture du châssis est un test rapide pour s'assurer que l'armoire a une bonne circulation d'air (le tissu doit être tiré vers l'intérieur)
                • Évitez d'introduire de la peau exposée dans la chambre : les gants doivent être placés sous le revers de votre blouse de laboratoire ou votre blouse de laboratoire doit être placée sous le revers de votre gant (selon vos préférences)
                • Vaporisez un désinfectant approprié sur une serviette en papier et essuyez les surfaces de l'armoire de l'arrière vers l'avant (propre à sale) un outil tel qu'une poignée plus rapide peut être utilisé pour les espaces difficiles d'accès – Ne pas placez votre tête à l'intérieur de l'armoire
                • Essuyez tous les matériaux avec un désinfectant (généralement 70 % d'éthanol) avant de les placer à l'intérieur de la chambre pour garantir le maintien d'un environnement stérile
                • Assurez-vous que les grilles arrière et avant sont dégagées
                  • L'équipement près des grilles arrière doit être à au moins 1 pouce des grilles
                  • Ne placez rien sur les grilles avant (tels que des cahiers de laboratoire ou des protocoles)

                  Apportez tout le matériel dans la chambre avant de commencer l'expérience et effectuez des expériences à au moins 4 à 6 pouces au-delà de la grille avant pour assurer le meilleur flux d'air unidirectionnel et le meilleur confinement.

                  Évitez de perturber le rideau d'air :

                  • Utilisez des mouvements lents et contrôlés
                  • Si vous devez faire entrer et sortir des objets de la chambre, déplacez-vous en utilisant un mouvement vers l'intérieur et l'extérieur
                  • Évitez de déplacer vos mains d'un côté à l'autre
                  • Évitez la circulation lorsque vous travaillez dans l'armoire - toute personne passant à côté perturbera le rideau d'air

                  Les déchets doivent être conservés à l'intérieur de l'armoire et retirés uniquement à la fin de l'expérience – cela évite des perturbations fréquentes du rideau d'air.

                  Travailler de « propre » à « sale » :

                  • Les supports et la verrerie “Clean” (stériles) sont rangés sur un côté de l'armoire
                  • La manipulation se fait au centre de l'armoire pour éviter la contamination croisée
                  • Au fur et à mesure que le matériau devient « sale » (contaminé), il est déplacé vers le côté opposé de l'armoire et collecté en tant que déchet biologiquement dangereux

                  Si nécessaire, utilisez une ligne d'aspiration à vide correctement configurée :

                  • Placez un filtre hydrophobe* ou HEPA avant que les filtres de la ligne d'aspiration ne soient directionnels, assurez-vous donc que le filtre fait face au flacon de trop-plein
                  • Ajouter un volume approprié de désinfectant dans le flacon primaire pour désinfecter le volume final de liquide. La dilution 1:10 (v/v) d'eau de Javel domestique doit être renouvelée chaque semaine pour assurer l'efficacité de la désinfection
                  • Si les flacons sont sur le sol, placez-les dans un récipient secondaire tel qu'un bac en plastique pour contenir tout déversement si les flacons sont renversés
                  • Placez un autocollant de danger biologique sur le flacon de collecte primaire ou le conteneur secondaire

                  *Les filtres hydrophobes sont disponibles via VWR – article #55095-006, 28137-858 ou 28137-737

                  Ne pas utiliser de flamme nue dans une enceinte de biosécurité :

                  • La chambre est un environnement stérile et ne nécessite pas de source de chaleur pour la stérilité
                  • Des boucles/écarteurs jetables ou autoclavables sont disponibles pour remplacer la stérilisation à la flamme des boucles métalliques ou des écarteurs en métal/plaque de verre
                  • La chaleur d'une flamme nue perturbera les courants d'air unidirectionnels dans la chambre et peut entraîner une contamination croisée des échantillons
                    • Baker a récemment fourni des données de test qui montrent une contamination croisée potentielle des échantillons due à l'utilisation d'une source de chaleur à l'intérieur d'un BSC
                    • Pour plus d'informations, visitez Baker BSC Mythbusters : https://bakerco.com/communication/bsc-mythbusters/
                    • Lorsque vous avez terminé, laissez le ventilateur BSC fonctionner pendant 2-3 minutes pour purger tout l'air de la chambre
                    • Essuyez les matériaux avec un désinfectant chimique approprié et retirez tout de l'armoire
                    • Essuyez les surfaces des armoires avec un désinfectant chimique approprié en allant des zones propres aux zones sales
                    • Éteignez l'armoire, fermez le châssis, retirez l'équipement de protection individuelle et lavez-vous les mains

                    Remarques sur les lampes UV :

                    • Les lampes UV ne constituent pas une méthode de désinfection fiable - une désinfection chimique et une utilisation appropriée des armoires sont suffisantes pour maintenir la stérilité
                    • Ne sont plus recommandés par l'American Biological Safety Association (ABSA International, 2000), la NSF (2004) ou les Centers for Disease Control (CDC, 2009)
                    • N'ont pas de normes de vérification des performances pour tester l'efficacité de la désinfection
                    • Les ampoules ont une durée de conservation limitée
                    • La recherche a révélé que les laboratoires n'entretenaient pas les ampoules (remplacez tous les 6 mois et essuyez chaque semaine pour éliminer les particules)
                    • Les armoires plus récentes ne sont plus construites avec des lampes UV comme option par défaut
                    • Veuillez consulter la section Lumière UV pour plus d'informations pour les laboratoires qui choisissent d'utiliser des lumières UV

                    Les enceintes de biosécurité doivent être inspectées et certifiées annuellement par un technicien qualifié. Il est de la responsabilité du laboratoire et du PI de planifier ce service avant la date d'expiration de la certification actuelle. De plus, les BSC’ doivent être désinfectés et nettoyés avant et après chaque utilisation. Sur une base annuelle ou semestrielle, le puisard sous le plan de travail doit être nettoyé pour éviter la contamination :

                    Les National Institutes of Health (NIH) exigent que les armoires de biosécurité soient certifiées chaque année. Les laboratoires qui mènent des recherches dans un BSC qui n'a pas été correctement certifié sont en violation des directives du NIH et pourraient voir leur financement affecté. La norme NSF/ANSI 49 traite des normes de certification requises pour une certification appropriée des enceintes de biosécurité :

                    • Les laboratoires sont tenus de s'assurer que leurs armoires sont certifiées sur une base annuelle
                    • Les laboratoires appellent une entreprise de certification accréditée pour effectuer la certification
                    • Chaque PI est responsable de s'assurer que ses armoires sont correctement certifiées, bien que certains DLC puissent programmer une certification pour leurs laboratoires de recherche.
                    • La certification annuelle coûte généralement entre 125 et 200 $

                    La certification teste les paramètres suivants :

                    • Les filtres HEPA sont confrontés à une particule et les niveaux de pénétration sont mesurés pour garantir l'intégrité du filtre
                    • Tous les modèles de flux d'air et les débits sont vérifiés et ajustés pour s'assurer qu'ils répondent aux paramètres du fabricant
                    • Les alarmes de débit d'air sur les armoires connectées à la verrière sont testées et calibrées

                    Plusieurs fournisseurs connaissent le campus du MIT et ont été approuvés par Biosafety. Si vous envisagez un autre fournisseur, veuillez contacter votre responsable de la biosécurité pour obtenir des conseils. Les fournisseurs ci-dessous travaillent généralement sur le campus :

                    Décontaminez les surfaces de travail du BSC avec un désinfectant approprié avant utilisation et après chaque expérience. Les désinfectants appropriés peuvent inclure :

                    • Un produit enregistré EPA tel que quatricide, PREempt, spray professionnel Lysol, etc.
                    • L'eau de Javel à 10 % (concentration finale de 0,5 % de NaOCl) peut être utilisée sur une enceinte de biosécurité, mais vous doit suivre toujours avec de l'eau stérile ou une étape de rinçage à l'éthanol à 70 % pour éviter la corrosion des surfaces de travail en acier inoxydable
                    • L'éthanol à 70% peut être utilisé pour le travail végétatif ou viral enveloppé mais il a un temps de contact limité dans un BSC en raison des débits d'air élevés (il s'évapore rapidement)

                    Les articles conservés dans le BSC peuvent être une source de contamination et doivent être décontaminés en surface entre les expériences.

                    Tous les 6 à 12 mois, nettoyez le puisard sous le plan de travail :

                    • Gardez le BSC en marche et le châssis au niveau de travail (8 à 10 pouces) pour maintenir le confinement
                    • Ne mettez pas votre tête à l'intérieur de la chambre
                    • Décontaminer la surface de travail et les côtés avant le levage
                    • Décontaminez toujours la surface du fond de la surface de travail avant de la retirer de l'armoire
                    • Il s'agit généralement d'un travail à deux
                    • Les armoires plus récentes peuvent avoir des languettes pour maintenir la surface de travail surélevée pendant le nettoyage
                    • Les armoires plus anciennes peuvent avoir des obstacles que vous devrez contourner
                    • La surface de travail peut devoir être retirée de l'armoire pour accéder au puisard

                    Les entreprises de certification peuvent également souvent effectuer des réparations sur un BSC. Une recertification est requise après toute réparation.

                    Filtres HEPA

                    • Peut durer de 5 à 10 ans ou plus selon l'utilisation et les conditions du laboratoire (c'est-à-dire l'humidité et la propreté de l'air du laboratoire)
                    • Les filtres de remplacement nécessitent une décontamination gazeuse complète du BSC avant que les filtres puissent être remplacés et les anciens filtres retirés
                    • La plupart des armoires ont 2 filtres – une alimentation et un échappement (certains modèles d'armoires peuvent avoir un troisième filtre)
                    • Il s'agit généralement d'un processus de 2 jours

                    Moteur de la soufflante

                    • Les moteurs de soufflante peuvent durer une décennie ou plus
                    • En vieillissant, ils perdent de leur capacité et doivent être remplacés
                    • L'armoire doit être décontaminée au gaz avant de pouvoir remplacer le moteur
                    • Il s'agit généralement d'un processus de 2 jours

                    Capteurs, châssis et commandes

                    • Ces pièces peuvent s'user avec le temps
                    • Ils peuvent nécessiter une décontamination gazeuse selon l'endroit où se trouve la pièce et si elle a pu entrer en contact avec de l'air contaminé

                    Une décontamination gazeuse est requise avant le remplacement des filtres HEPA, la réparation des moteurs de soufflante ou l'élimination d'un BSC. Il existe plusieurs méthodes :

                    Le peroxyde d'hydrogène en phase vapeur (VHP) est la méthode préférée :

                    • Temps de décontamination plus court
                    • Généralement un processus de nuit
                    • Risque de sécurité chimique inférieur à celui du gaz formaldéhyde
                    • L'armoire est scellée pendant la décontamination, mais le laboratoire est généralement inaccessible pendant 8 heures
                    • Coûte généralement environ 500 $
                    • Temps de décontamination plus long (généralement 24 heures)
                    • Risque de sécurité chimique plus élevé en raison
                    • Le gaz doit être lavé après décontamination
                    • Armoire scellée mais le laboratoire est inaccessible pendant la décontamination
                    • Coûte généralement environ 500 $

                    L'utilisation de la stérilisation à la lumière UV a été un aliment de base traditionnel du travail de culture de tissus stériles dans les BSC. Cependant, les directives actuelles ne recommandent pas de s'appuyer sur la stérilisation UV pour assurer la désinfection, car plusieurs études ont révélé que les laboratoires n'entretenaient pas correctement leurs lampes UV et qu'il n'y avait pas de normes établies pour tester les lampes UV. Les lampes UV ne sont pas testées lors de la certification annuelle.

                    MIT Biosafety ne recommande pas l'utilisation de lampes UV. Pour plus d'informations, veuillez consulter les rubriques ci-dessous.

                    Les lampes UV ne sont efficaces que pour la décontamination de surface des zones exposées à la lumière UV. Les zones à l'ombre des équipements ou sous le papier/plastique ne seront pas décontaminées.

                    Les ampoules UV ont une durée de vie limitée avant de perdre leur efficacité :

                    • Durée de conservation moyenne de 6 à 8 mois
                    • La lumière brillera en bleu même après expiration
                    • Seulement 85% d'efficacité après 6000 heures d'utilisation

                    Des particules peuvent s'accumuler à la surface de l'ampoule :

                    Il n'y a pas de normes NSF/ANSI pour les tests et elles ne sont pas testées lors de la certification annuelle du BSC.

                    Les lampes UV ne sont plus recommandées par :

                    • Association américaine de sécurité biologique (ABSA International, 2000)
                    • Fondation nationale pour l'assainissement (NSF International 2004)
                    • Centres de contrôle et de prévention des maladies (CDC , 2009)

                    Les recherches ont montré que les laboratoires ne remplaçaient pas et n'entretenaient pas régulièrement les ampoules, ce qui générait un faux sentiment de sécurité concernant la stérilité.

                    Les armoires plus récentes ne sont pas construites avec des lampes UV et les lampes UV doivent être ajoutées en tant que fonction personnalisée (coût supplémentaire requis).

                    L'utilisation de la lumière UV peut entraîner une exposition et des dommages au contact de la peau ou des yeux.

                    • Utilisez toujours un désinfectant chimique avant et après l'utilisation du BSC. La stérilisation UV ne peut pas être utilisée comme méthode principale de désinfection
                    • N'utilisez pas de lampes UV pendant que des recherches sont effectuées dans l'armoire.
                    • Minimisez l'équipement stocké dans le BSC pour éviter une exposition inutile.
                    • Utilisez un temps d'exposition approprié :
                      • La plupart des agents sont inactivés après 10-15 minutes
                      • Le temps de stérilisation maximum doit être limité à 30 minutes – après 30 minutes, il n'y a aucun avantage supplémentaire
                      • Éteignez la lumière UV après le temps de stérilisation pour conserver la durée de vie et l'énergie de l'ampoule (durabilité)

                      Pour plus d'informations, veuillez consulter les articles suivants :

                      • Association américaine de sécurité biologique (2000). Document de position sur l'utilisation des lumières ultraviolettes dans les enceintes de sécurité biologique
                      • Burgerner, J. (2006). Document de position sur l'utilisation des lumières ultraviolettes dans les enceintes de biosécurité. Biosécurité appliquée 11 (4) : 228-230
                      • Meechan P, Wilson C (2006). Utilisation des lumières ultraviolettes dans les enceintes de sécurité biologique : une vue contraire. Biosécurité appliquée 11 (4) : 222-227
                      • Centres de contrôle et de prévention des maladies Les National Institutes of Health. Biosécurité dans les laboratoires microbiologiques et biomédicaux. 5e éd. Washington DC. 2009
                      • NSF International (NSF) Institut national américain de normalisation (ANSI). Norme NSF/ANSI 49-2007. Armoires de sécurité biologique de classe II (flux laminaire). Ann Arbor (MI) 2004

                      Gardez l'armoire en marche pour contenir les aérosols et suivez le protocole de nettoyage biologique normal en cas de déversement :

                      • Gardez le cabinet en marche
                      • Évaluez la situation et assurez-vous que vous portez un EPI approprié
                      • Rassemblez votre kit de déversement biologique et le désinfectant approprié
                      • Couvrir le déversement avec des serviettes en papier
                      • Saturer les serviettes en papier de désinfectant
                      • Prévoyez 10 minutes de temps de contact
                      • Ramassez les serviettes en papier et les débris avec des pinces et éliminez-les comme biodéchets ou biosharps (pour tout verre brisé)
                      • Désinfectez la surface pour éliminer toute contamination résiduelle et attendez 5 à 10 minutes ou jusqu'à ce qu'elle sèche à l'air
                      • Rincer avec de l'éthanol à 70% ou de l'eau stérile pour éliminer le désinfectant résiduel (ceci est nécessaire si vous utilisez de l'eau de Javel à 10%)
                      • Jetez toutes les serviettes en papier comme déchets biologiques, enlevez les gants et lavez-vous les mains
                      • Gardez le cabinet en marche
                      • Évaluez la situation et assurez-vous que vous portez un EPI approprié
                      • Rassemblez votre kit de déversement biologique et le désinfectant approprié
                      • Assurez-vous que le robinet de vidange est fermé
                      • Verser le désinfectant sur la surface et à travers les grilles
                      • Prévoyez au moins 10 minutes de temps de contact
                      • Utilisez des serviettes en papier pour absorber le désinfectant résiduel de la surface de travail
                      • Ramassez les serviettes en papier et les débris avec des pinces et éliminez-les comme biodéchets ou biosharps (pour tout verre brisé)
                      • Connectez le tuyau flexible à la vanne de vidange
                      • Vidanger le bassin dans un récipient rempli de désinfectant
                      • Soulevez la surface de travail
                      • Décontaminer le puisard (voir la section d'entretien ci-dessus pour plus de détails) avec un désinfectant approprié et attendre 5 à 10 minutes
                      • Rincer avec de l'éthanol à 70% ou de l'eau stérile pour éliminer le désinfectant résiduel (ceci est nécessaire si vous utilisez de l'eau de Javel à 10%)
                      • Jetez toutes les serviettes en papier comme déchets biologiques, enlevez les gants et lavez-vous les mains

                      Les chercheurs devraient recevoir une formation avant de travailler dans un BSC. Souvent, les laboratoires auront un chercheur plus expérimenté pour former un nouveau membre du laboratoire. Biosafety peut fournir une formation sur le cabinet de biosécurité (EHS00257C) sur demande. Cette formation est recommandée même pour les utilisateurs expérimentés débutant au MIT, mais n'est actuellement pas requise à moins que les chercheurs ne travaillent dans des laboratoires de confinement BL2+.

                      Le Comité sur l'évaluation des risques biologiques (le CAB/ESCRO) fait fonction de Comité institutionnel de biosécurité (IBC) du MIT. Selon la politique, aucune flamme nue n'est autorisée dans un BSC et les BSC nouvellement installés peuvent ne pas être raccordé à une source de gaz.

                      Contactez le Programme de biosécurité (BSP) pour obtenir des conseils et des consultations supplémentaires si vous envisagez de déplacer un BSC ou d'en acheter un nouveau.

                      Il existe une variété de styles différents d'équipements de ventilation utilisés dans différentes conditions. Certains assurent le confinement, d'autres non.La nature de votre matériel et si le matériel doit être manipulé dans un environnement stérile déterminera le type de ventilation dont vous avez besoin. Même différents styles de BSC peuvent varier en fonction et en protection fournie.

                      Les hottes chimiques sont utilisées pour protéger le personnel des vapeurs chimiques toxiques. Les produits chimiques dangereux sont manipulés à l'intérieur de la chambre de la hotte. L'air à passage unique aspire les fumées toxiques à travers les ventilateurs d'extraction du bâtiment et laisse une cheminée d'air au sommet du bâtiment. Les hottes peuvent être à débit constant (moins écoénergétiques) ou à débit variable (plus écoénergétiques car le débit d'air est ajusté selon que la hotte est utilisée ou non).

                      Principales caractéristiques:

                      • Manque de moteur de ventilateur interne et dépend donc entièrement du ventilateur d'extraction du bâtiment pour fournir un flux d'air
                      • À utiliser avec des produits chimiques toxiques
                      • Assure la protection du personnel uniquement
                      • Aucun filtre HEPA fourni, l'espace de travail est donc un environnement non stérile (pas de protection du produit)
                      • Pas de filtres HEPA d'échappement (donc pas de protection de l'environnement contre la concentration chimique d'agents biologiques réduite à des niveaux acceptables par dilution avec l'air ambiant)

                      Les hottes à paillasse propre ou à flux laminaire sont destinées à être utilisées avec des travaux stériles non dangereux (tels que la PCR ou la préparation de milieux). Ils ne doivent pas être utilisés avec des matières dangereuses (y compris des matières biologiques, des produits chimiques dangereux ou des radionucléides).

                      Principales caractéristiques:

                      • Pour une utilisation avec des travaux stériles non dangereux (tels que la PCR ou la préparation de milieux)
                      • Le filtre HEPA d'alimentation offre une protection du produit
                      • Pas de filtre HEPA d'échappement (donc pas de protection du personnel ou de l'environnement)

                      Certaines hottes à flux laminaire peuvent être facilement confondues avec une enceinte de biosécurité en un coup d'œil. Si l'instrument souffle de l'air dans votre visage, il est ne pas une enceinte de biosécurité et n'offre aucun confinement.

                      Les stations de transfert d'animaux ou de changement de cage sont généralement utilisées pour réduire les allergènes lors du travail avec les animaux. Elles doivent ne pas être utilisé avec des animaux contenant des matières dangereuses, notamment des matières biologiques, des produits chimiques dangereux ou des radionucléides.

                      Principales caractéristiques:

                      • Les filtres HEPA fournissent une certaine protection du produit
                      • Le filtre HEPA d'échappement offre une certaine protection de la pièce
                      • Ne fournit pas une protection complète du personnel ou de l'environnement puisque le châssis est ouvert

                      C'est le style original de l'armoire de biosécurité.

                      Principales caractéristiques:

                      • Fournit uniquement la protection du personnel et de l'environnement
                      • Filtre HEPA sans alimentation (pas de protection du produit) ne pas une chambre stérile
                      • Largement remplacé par des armoires de biosécurité de classe II
                      • Uniquement utilisé dans des circonstances particulières où la protection du produit n'est pas nécessaire

                      Il s'agit d'un ancien style d'enceinte de biosécurité.

                      Principales caractéristiques:

                      • Similaire à la Classe II Type A2, sauf que le plénum est sous pression positive en raison de l'emplacement du moteur
                      • Assure la protection du personnel, des produits et de l'environnement
                      • Exige que le joint de plénum soit testé contre les fuites lors de la recertification annuelle
                      • Risque de sécurité accru car une fuite du joint de plénum pourrait entraîner une fuite d'air non filtré HEPA et contaminé dans le laboratoire
                      • Largement remplacé par des armoires de classe II de type A2

                      Ce BSC est utilisé pour les travaux biologiques avec des concentrations plus élevées de produits chimiques dangereux.

                      Principales caractéristiques:

                      • Armoire à « échappement partiel » dans laquelle le travail effectué dans la partie avant de la chambre est recirculé et le travail effectué à l'arrière de la chambre est complètement épuisé
                      • Travaux chimiques dangereux effectués à l'arrière de la chambre pour un échappement complet
                      • Moteur de soufflante interverrouillé avec le ventilateur d'extraction du bâtiment
                        • Si l'échappement du bâtiment échoue, le moteur du ventilateur s'éteint pour éviter la pressurisation
                        • Protège l'opérateur de l'exposition à des matières biologiques et chimiques dangereuses

                        Les BSC sont utilisés pour des travaux biologiques impliquant des concentrations plus élevées de produits chimiques dangereux.

                        Principales caractéristiques:

                        • Similaire à une hotte chimique avec filtres HEPA
                        • Armoire « Total Exhaust » car aucun air n'est recirculé (air à passage unique)
                        • Moteur de soufflante interverrouillé avec le ventilateur d'extraction du bâtiment
                          • Si l'échappement du bâtiment échoue, le moteur du ventilateur s'éteint pour éviter la pressurisation
                          • Protège l'opérateur de l'exposition à des matières biologiques et chimiques dangereuses

                          Il s'agit d'un nouveau style d'enceinte qui peut fonctionner soit comme une enceinte de classe II de type A2 soit comme une enceinte de classe II de type B. Actuellement, un seul fournisseur fabrique cette armoire. Veuillez visiter le site Web de Labconco pour plus de détails.

                          Principales caractéristiques:

                          • Permet de la flexibilité puisque le type de connexion peut être modifié pour répondre aux besoins changeants de la recherche
                          • Plus écoénergétiques que les armoires de classe II de type B
                          • Possède des caractéristiques de sécurité améliorées pour la manipulation de produits chimiques dangereux

                          Modes de fonctionnement :

                          • Fonctionne sans conduits pour le matériel biologique uniquement
                          • Peut être connecté à un auvent pour travailler avec du matériel biologique et de petites quantités de produits chimiques (nécessite le travail des installations du MIT pour passer ou sortir de ce mode)
                          • Peut être canalisé pour travailler avec du matériel biologique et des concentrations plus élevées de produits chimiques (nécessite le travail des installations du MIT pour passer ou sortir de ce mode)

                          Ces BSC ont une chambre de confinement étanche aux gaz avec un châssis scellé étanche aux gaz.


                          Les références

                          1. Eltoum I, Fredenburgh J, Myers RB, Grizzle WE. Introduction à la théorie et à la pratique de la fixation des tissus. J Histotechnol 200124173 -190.
                          2. Leong AS-Y. Fixation et fixateurs. Dans Woods AE et Ellis RC eds. Laboratoire d'histopathologie. New York : Churchill Livingstone, 19944.1-1 - 4.1-26.
                          3. Hopwood D. Fixation et fixateurs. Dans Bancroft J et Stevens A eds. Théorie et pratique des techniques histologiques. New York : Churchill Livingstone, 1996.
                          4. Carson FL. Histotechnologie. 2e éd. Chicago : ASCP Press, 2007.
                          5. Titford ME, Horenstein MG. Évaluation Histomorphologique des Fixateurs de Substitut de Formol pour le Diagnostic Surgical Pathology. Arch Pathol Lab Med 2005129502-506.
                          6. Kothmaier H, Rohrer D, Stacher E, Quehenberger F, Becker K-F, Popper HH. Comparaison des Fixateurs Tissulaires Sans Formol : Une étude Protéomique Testant Leur Application Pour La Pathologie De Routine Et La Recherche. Arch Pathol Lab Med 2011135744-752.

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                          Notes sur la culture d'anthère | Biotechnologie

                          L'article mentionné ci-dessous fournit une note sur la culture des anthères.

                          Les explants utilisés pour la culture d'anthères sont très critiques car les lobes d'anthères portant la PMC (cellule mère du pollen) de stade divisionnaire correct signifient être divisés pour former la masse de cales ou l'embryon haploïde direct.

                          Les jeunes boutons floraux avec des lobes d'anthères immatures sont stérilisés en surface et les étamines sont retirées avec la pince fine, les filaments sont retirés, puis l'un d'eux est broyé dans une tache d'acétocarmin et vérifié pour le bon stade, c'est-à-dire qu'il vient de sortir de la condition tétrade, libéré les microspores sont uninucléées et densément cytoplasmiques se préparant au développement gamétophytique mâle. S'il se trouve au stade approprié, les anthères sont inoculées sur un support approprié.

                          En quelques jours ou semaines, les parois de l'anthère peuvent devenir brunes, la microspore qu'elle contient se divise pour former soit des cals, soit des embryons. En raison de la pression interne des microspores en développement, la paroi de l'anthère s'est ouverte et, suivant la même technique de culture tissulaire, les embryons ou les plantules sont repiqués dans des milieux appropriés pour obtenir la plante entière enracinée pour être transférée dans le sol (Fig. 21.2AB).

                          Organigramme pour la culture d'Anthère :

                          (i) Les jeunes boutons floraux sont collectés et lavés à l'eau courante du robinet pour éliminer la saleté.

                          (ii) Ceux-ci sont ensuite stérilisés en surface par immersion dans une solution d'éthanol à 70 % ou d'hypochlorite de sodium.

                          (iii) Puis lavé dans de l'eau stérile et transféré dans une boîte de Pétri stérile.

                          (iv) À l'aide d'un scalpel tranchant et d'une pince, les bourgeons sont fendus et les lobes des anthères sont retirés.

                          (v) L'un des lobes de l'anthère de chaque bourgeon est vérifié par broyage dans une tache d'acétocarmine au microscope pour le bon stade de développement des microspores.

                          (vi) Les portions de filament sont retirées des lobes d'anthère sélectionnés.

                          (vii) Les lobes d'anthère endommagés doivent être jetés et les lobes d'anthère intacts doivent être placés dans un milieu approprié.

                          (viii) Incubé à 24°-28°C dans l'obscurité pendant 3-8 semaines.

                          (ix) Les embryons ou plantules haploïdes se développent, sortent par éclatement des lobes des anthères.

                          (x) Individuellement, ces embryons ou plantules sont prélevés et repiqués sur des milieux appropriés pour développer davantage et le développement des racines.


                          Préparation du patient pour l'intubation éveillée

                          Une. Approche externe : Cornu de l'hyoïde

                          Une technique aseptique doit être utilisée dans l'approche externe. Chez un médecin à dominance main droite, l'index gauche est utilisé pour déprimer l'artère carotide latéralement et postérieurement. Avec la main droite, une combinaison d'aiguille et de seringue de 2,5 cm et de calibre 25 est « décollée » de la corne de l'os hyoïde (Fig. 10-16) dans une direction antéro-caudale visant vers le milieu du ligament thyroïdien. Une légère résistance est ressentie lorsque l'aiguille est avancée à travers le ligament généralement à une profondeur de 1 à 2 cm (2 à 3 mm de profondeur jusqu'à l'os hyoïde). L'aiguille à ce stade a pénétré dans un espace fermé entre la membrane thyroïdienne latéralement et la muqueuse laryngée médialement. L'aspiration à travers l'aiguille doit être tentée. Si de l'air est aspiré, l'aiguille est allée trop profondément et a peut-être pénétré dans le pharynx, et elle doit être retirée jusqu'à ce que l'air ne puisse plus être aspiré. Si le sang est aspiré, l'aiguille a canulé soit l'artère ou la veine laryngée supérieure ou a canulé l'artère carotide, l'aiguille doit être dirigée plus en avant. L'espace, lorsqu'il est trouvé, est injecté avec 1,5 à 2,0 ml de lidocaïne à 2 % avec de l'épinéphrine 1:200 000 lorsque l'aiguille est retirée. Le bloc est répété du côté opposé.


                          La chaleur humide provoque la destruction des micro-organismes par dénaturation des macromolécules, principalement des protéines. L'autoclavage (cuisson sous pression) est une méthode très courante de stérilisation humide. Il est efficace pour tuer les champignons, les bactéries, les spores et les virus, mais n'élimine pas nécessairement les prions. Lors de la stérilisation de cette manière, les échantillons sont placés dans une chambre à vapeur. La chambre est fermée et chauffée de sorte que la vapeur force l'air hors des évents ou des échappements. Une pression est ensuite appliquée pour que la température intérieure atteigne 121°C. Cette température est maintenue entre 15 et 30 minutes. Cette température et cette pression élevées sont suffisantes pour stériliser des échantillons de microbes ou de spores couramment rencontrés. La chambre est ensuite laissée à refroidir lentement ou par dissipation thermique passive.

                          La stérilisation sous pression est la méthode prédominante utilisée pour la stérilisation médicale des outils résistants à la chaleur. Il est également utilisé pour la stérilisation de matériaux pour la microbiologie et d'autres domaines nécessitant une technique aseptique. Pour faciliter une stérilisation efficace à la vapeur et à la pression, plusieurs méthodes de vérification et d'indication sont utilisées, notamment les rubans indicateurs à changement de couleur et les indicateurs biologiques. Pour toute méthode de stérilisation à la chaleur humide, il est courant d'utiliser des indicateurs biologiques comme moyen de validation et de confirmation. Lors de l'utilisation d'indicateurs biologiques, les échantillons contenant des spores de microbes résistant à la chaleur tels que Géobacillus stearothermophilis sont stérilisés avec une charge standard, puis incubés dans des milieux stériles (souvent contenus dans l'échantillon dans une ampoule en verre à briser après stérilisation). Un changement de couleur dans le milieu (indiquant une production d'acide par des bactéries nécessite que le milieu soit formulé à cet effet) ou l'apparition de turbidité (un trouble indiquant une diffusion de la lumière par les cellules bactériennes) indique que la stérilisation n'a pas été réalisée et que le cycle de stérilisation peut nécessiter une révision ou amélioration. D'autres méthodes humides sont l'ébullition des échantillons pendant une certaine période de temps et la tyndallisation. L'ébullition n'est pas efficace pour éliminer les spores. La tyndallisation inactive également les spores, mais c'est un processus plus long.

                          Chiffre: Autoclave: Grand autoclave utilisé pour la stérilisation humide des milieux et équipements


                          Pourquoi l'éthanol à 70 % est-il préféré pour les techniques aseptiques ? - La biologie

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                          Intérêts : Biologie, Bioinformatique.

                          Parcours : A travaillé auparavant dans les services financiers. Gestion de projet et tests d'acceptation par les utilisateurs. Développement d'applications tactiques à l'aide de Visual Basic pour Office.

                          A étudié la programmation en Basic, Pascal, Visual Basic, Python.

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                          Voir la vidéo: Expérience de combustion de léthanol (Décembre 2022).